Les membranes : structure des lipides membranaires et des protéines membranaires

1. Introduction

2. Structure thermodynamique des membranes

a. Fluidité des membranes - phases thermodynamiques

b. Asymétrie des feuillets membranaires et transports des lipides d'un feuillet à l'autre - flippases et scramblases

c. Les radeaux lipidiques

d. Liposomes et transport ciblé de médicaments

3. Les lipides membranaires

4. Les (glycéro)phosphatidylinositols et les phosphoinositides

a. Formation et composition des phosphatidylinositols et des phosphoinositides

b. Interconversion de phosphatidylinositol phosphates et maturation des vésicules

c. Les protéines attachées à la membrane par une ancre glycosylphosphatidylinositol

5. Relation entre lipides membranaires et protéines transmembranaires

a. Corrélation entre nombre de lipides fixés et structure des protéines

b. Sélectivité des protéines membranaires vis-à-vis des lipides constitutifs des membranes

c. La cardiolipine

 

6. Environnement biophysique et caractéristiques des protéines transmembranaires

a. Différence entre membranes réelles et conditions expérimentales pour la détermination de la structure des protéines transmembranaires

b. Caractéristiques biophysiques de l'environnement réel des protéines transmembranaires au sein des membranes natives

c. Origine physique de la pression latérale subie par les protéines transmembranaires

7. Les protéines membranaires et transmembranaires

a. Généralités

b. Les hélices transmembranaires

c. Différences de composition en acides aminés entre les hélices transmembranaires et les hélices des protéines hydrosolubles

d. Ancrages à la membrane des protéines membranaires par S-palmitoylation

8. Les aspartyl protéases intramembranaires

9. Un cas très particulier : le site actif de la diacylglycérol kinase bactérienne

10. Les protéines MAPEG

11. Les récepteurs transmembranaires

12. Liens Internet et références bibliographiques

 

1. Introduction

On conçoit difficilement la vie, donc l'entité cellule, sans que l'ensemble des molécules biologiques soient rassemblées et puissent, dés lors, interagir. Le premier rôle des membranes biologiques est donc évident : comme les murs d'une maison, les membranes créent un milieu intérieur (intracellulaire) qui, de facto, est séparé d'un milieu extérieur (extracellulaire).

Mais ces murs possèdent des "fenêtres" et des "portes". Le second rôle des membranes est donc de laisser entrer et/ou sortir de manière hautement sélective les molécules biologiques par différents mécanismes de transport.

Qu'elles appartiennent à un organisme uni- ou pluri-cellulaires, les cellules ne vivent pas dans un monde isolé : elles doivent donc s'adapter à leur environnement. Le troisième rôle des membranes est de percevoir les caractéristiques du milieu extérieur et transmettre cette information à l'ensemble de la cellule, via les récepteurs et autres protéines transmembranaires.

Les cellules ainsi constituées ne sont pas isolées au sein d'un organisme. Le quatrième rôle des membranes est d'établir des relations (communications / échanges) avec d'autres cellules de même type ou autre. En particulier, certains phospholipides modifient les caractéristiques chimiques des membranes et marquent ainsi une cellule afin qu'elle soit reconnue par le système immunitaire pour être détruite.

Les membranes biologiques sont un assemblage de protéines, de (phospho)lipides et d'oses en une structure dite en "double feuillet".

Structure membrane protein ose lipide lipid

Source : "Principes de Biochimie" Horton et al. (1994)

Certaines membranes cellulaires sont asymétriques : les deux feuillets de la bicouche lipidique ont une composition différente en phospholipides. Cette différence est maintenue par des transports unidirectionnels ou bidirectionnels de lipides entre les 2 feuillets. Cette asymétrie est primordiale pour de nombreuses fonctions cellulaires (par exemple, la stabilité mécanique de la membrane, la modulation de l'activité de protéines membranaires, la génération de vésicules de sécrétion et l'apoptose).

Retour haut de page

 

2. Structure thermodynamique des membranes

1915 : découverte que les membranes sont composées de lipides et de protéines.

1935 : premier modèle de membrane de Danielli et Davson selon lequel une membrane est composée d'une bicouche lipidique avec un "revêtement" hydrophile de protéines des deux côtés. Ce modèle a été rejeté dans les années 1960 par l'emploi de microscopes électroniques.

"Davson–Danielli tri-layer (protein–lipid–protein) model" : Danielli & Davson (1935) "A contribution to the theory of permeability of thin films" J. Cell. Comp. Physiol. 5, 495 - 508

1959 : "Unit Membrane Model" Robertson (1959) "The ultrastructure of cell membranes and their derivatives" Biochem. Soc. Symp. 16, 3 - 43

1972 : S. J. Singer et G. L. Nicholson ont proposé que les protéines sont enchâssées dans la bicouche avec leurs extrémités hydrophyles exposées au milieu aqueux externe et leurs régions hydrophobes intégrées dans la membrane. Ce modèle porte le nom de "mosaïque fluide".

a. Fluidité des membranes - phases thermodynamiques

Les membranes sont des entités dynamiques : leur fluidité (mouvements ondulatoires - voir une vidéo) leur assure une grande souplesse structurale et une grande résistance mécanique. Elles peuvent ainsi s'adapter à des changements des caractéristiques physico-chimiques de leur environnement.

La fluidité est le principal déterminant des autres propriétés de la membrane comme la perméabilité des petites molécules.

Les phospholipides des membranes se déplacent dans le plan de la membrane avec une vitesse de diffusion latérale très élevée (coefficient de diffusion D ∼ 10-8 cm2.s-1).

La fluidité des bicouches lipidiques est en grande partie dictée par la force des interactions de Van der Waals entre les lipides adjacents. Les lipides dont la chaîne carbonée est longue ont plus de surface d'interaction (ce qui augmente la force de cette interaction) et ont donc une mobilité moindre : à une température donnée, un lipide à chaîne carbonée courte sera donc plus mobile (fluide).

Tous les lipides ont une température caractéristique à laquelle ils subissent une transition : phase gel <===> phase liquide.

En phase liquide, un lipide donné peut échanger sa position avec ses voisins des millions fois par seconde : cet échange aléatoire permet aux lipides de diffuser sur toute la surface de la membrane.

En conséquence, l'un des paramètres capitaux pour décrire les propriétés d'une bicouche lipidique est sa phase thermodynamique, qui peut varier de gel ordonné à basse température à liquide désordonné à haute température.

Figure ci-contre, exemples de 2 phases thermodynamiques des bicouches lipidiques : phase liquide ordonné (en haut) et phase liquide désordonné (en bas).

Ces images ont été obtenues par simulation par dynamique moléculaire d'une bicouche lipidique "simplifiée" avec 3 composants :

  • la sphingomyéline (en orange)
  • la phosphatidylcholine (en gris)
  • le cholestérol (en jaune)

Source : Niemela et al. (2009)

Structure membrane protein ose lipide lipid ordre desordre order disorder

Par ailleurs, la phase thermodynamique d'une bicouche lipidique dépend de sa composition en lipides :

  • les membranes avec une proportion élevée de lipides (poly)insaturés tendent à être dans la phase liquide désordonné
  • les membranes avec une proportion élevée de cholestérol tendent à être dans la phase liquide ordonné

Structure membrane protein ose lipide lipid sphingomyelin phosphatidylcholine cholesterol

Retour haut de page

 

b. Asymétrie des feuillets membranaires et transport des lipides d'un feuillet à l'autre - flippases et scramblases

Le mouvement des têtes polaires/chargées des phospholipides à l'intérieur fortement hydrophobe d'une bicouche lipidique est très défavorable du point de vue énergétique.

Ainsi, la vitesse de diffusion transversale entre les 2 feuillets est très faible (∼ 10-15 s-1), avec un temps de demi-phénomène de l'ordre de plusieurs heures à plusieurs semaines pour les phospholipides et les glycolipides.

Les membranes cellulaires sont asymétriques : les deux feuillets d'une bicouche lipidique d'une membrane ont une composition différente en phospholipides.

Cette différence est maintenue par des transports de lipides entre les 2 feuillets.

Source : Adam Steinberg

lipide membranaire membrane mouvement bascule flip-flop flippase type P ABC transporter ATP lipid

Figure ci-contre : différents mécanismes de mouvements de lipides membranaires entre les 2 feuillets.

  • Les lipides polaires peuvent se déplacer spontanément au travers d'une membrane par diffusion latérale.
  • La translocation des lipides peut être aussi médiée par divers types de protéines membranaires spécifiques, appelées flippases ou scramblases.
  • Les mouvements des lipides entre les feuillets peuvent être unidirectionnels ou bidirectionnels.

lipide membranaire membrane mouvement bascule flip-flop flippase type P ABC transporter ATP lipid

Source : Sharom (2011)

Les flippases

Les flippases catalysent le transfert net de phospholipides spécifiques ou non d'un feuillet de la membrane vers l'autre feuillet.

Les mouvements catalysées par ces enzymes nécessitent un apport d'énergie via l'hydrolyse de l'ATP car les lipides sont transportés contre leur gradient de concentration :

  • les flippases - ATPases de type P4 (voir ci-dessous) transportent les lipides du feuillet externe (extracellulaire) vers le feuillet interne (cytoplasmique)

Les flippases sont donc impliquées dans la création et le maintien de l'asymétrie des 2 feuillets de certaines membranes comme la membrane plasmique ou le réseau trans-Golgi des Eucaryotes.

Les flippases - ATPases de type P4 catalysent la translocation de lipides spécifiques. Par exemple, la flippase d'amino-phospholipides des érythrocytes :

  • est spécifique de la phosphatidylsérine et de la phosphatidyléthanolamine
  • mais les sphingomyélines et les phosphatidylcholines ne sont pas transportées

En revanche, les flippases - transporteurs de type ABC (ou floppases) sont relativement peu spécifiques et catalysent plus lentement la translocation des lipides.

Structure membrane protein ose lipide lipid sphingomyelin phosphatidylcholine cholesterol

Source : Niemela et al. (2009)

Rôle des flippases dans la biosynthèse de glycoconjugués tels que les lipopolysaccharides bactériens

Figure a en haut : la paroi de toutes les bactéries contient un polymère de sucres aminés alternés : la N-acétylglucosamine (GlcNAc) et l'acide N-acétylmuramique (MurNAc).

Ces polymères de glycanes sont réticulées par un pentapeptide dont la séquence est généralement [L-Ala-γ-D-Glu-diaminopimelyl (ou L-Lys) -D-Ala-D-Ala] attaché au sucre MurNAc. Cette réticulation confère à la cellule sa rigidité et sa résistance mécanique.

Figure a en bas : le lipide II (plusieurs milliers de molécules par cellule bactérienne) est le transporteur d'isoprénoides C55 qui reçoit le muramyl-pentapeptide à la fin de la phase qui a lieu dans le cytoplasme de la biosynthèse du peptidoglycane.

Tout en restant sur la face interne de la membrane cytoplasmique, le muramyl-pentapeptidyl-lipide II est glycosylé.

Puis le disaccharyl-pentapeptidyl-lipide II est transloqué par des flippases sur la face externe de la membrane cytoplasmique.

Lipid II flippase floppase scramblase membrane sphingomyelin phosphatidylcholine cholesterol

Source : Breukink & Kruijff (2006)

Lorsque qu'elle affleure à la surface externe de la membrane, la partie lipide II du disaccharyl-pentapeptidyl-lipide II est la cible de 2 types d'antibiotiques :

  • les antibiotiques glycopeptidiques de la famille de la vancomycine qui interagissent avec l'extrémité D-Ala-D-Ala. La vancomycine est le premier antibiotique glycopeptidique découvert (isolé de la bactérie Amycolatopsis orientalis en 1956)
  • les antibiotiques tels que la nisine (conservateur alimentaire) se fixent à la région pyrophosphate du lipide II

Le lipide A est une glucosamine disaccharide hexa-acylée. C'est un intermédiaire dans l'assemblage du lipopolysaccharide qui est le composant prédominant du feuillet externe de la membrane externe des bactéries Gram-négatives.

La flippase MsbA (transporteur de type "ATP-binding cassette") transloque le lipide A de son site de synthèse situé dans le feuillet cytoplasmique (face interne de la membrane interne) vers le feuillet périplasmique où ont lieu les autres modifications de la structure de la tête du lipide A.

Lipid II flippase floppase scramblase membrane sphingomyelin phosphatidylcholine cholesterol

Source : Sharom (2011)

Figure ci-contre : structure du dimère de la flippase de lipides MsbA de Salmonella typhimurium (PDB : 3B60) et de son substrat, le lipide A bactérien.

Deux molécules de nucléotides AMP-PNP (en vert) sont fixées au domaine de fixation des nucléotides.

Source : Sharom (2011)

Lipid II flippase floppase scramblase membrane sphingomyelin phosphatidylcholine cholesterol

Les scramblases

Le mécanisme de ces enzymes est indépendant de l'énergie.

Les scramblases ré-équilibrent la distribution des phospholipides communs chargés négativement entre les deux feuillets de la bicouche lipidique : on obtient une distribution symétrique.

Elles jouent aussi un rôle dans la biosynthèse de glycoconjugués comme les glycosphingolipides, les protéines N-glycosylées et les protéines ancrées par une ancre glycosylphosphatidylinositol (GPI).

Toutes les scramblases contiennent un domaine de fixation du calcium avec un motif de type "EF-hand". L'activité enzymatique de la scramblase dépend de la concentration de calcium intracellulaire. Dans des conditions normales, cette concentration est très faible : la scramblase a donc une activité faible en conditions de repos.

La redistribution des phospholipides est déclenchée par une augmentation du calcium cytosolique. Cette redistribution semble dépendante de la scramblase : elle a pour résultat une distribution symétrique des phospholipides chargés négativement entre les deux feuillets de la bicouche lipidique.

  • Les scramblases sont des protéines riches en cystéine: ses nombreux groupes sulfhydryles peuvent subir des modifications chimiques. L'oxydation, la nitrosylation ou le blocage de ces groupes augmentent l'activité de la scramblase.
  • Les scramblases sont palmitoylées et contiennent des sites potentiels de phosphorylation par la protéine kinase C.

Brunner et al. (2014) ont déterminé la première structure de nhTMEM16 (champignon Nectria haematococca), une scramblase activée par le calcium.

Environ 40% de la séquence en acides aminés de nhTMEM16 est identique à celles de ses homologues chez les mammifères : il est possible qu'elles partagent une même structure de base et un mécanisme d'action commun.

La scramblase nhTMEM16 est organisée en homodimère. Chaque sous-unité contient :

  • une région appelée cavité de la sous-unité ("subunit cavity") : c'est une crevasse étroite qui traverse la membrane.
  • deux sites de fixation du calcium : la fixation du calcium ouvre la crevasse et les têtes polaires des lipides passent d'un côté à l'autre de la membrane (flèche blanche).

Lipid II flippase floppase scramblase membrane sphingomyelin phosphatidylcholine cholesterol

Source : Brunner et al. (2014)

Retour haut de page

 

c. Les radeaux lipidiques

Les membranes plasmiques contiennent des combinaisons [glycosphingolipides / protéines récepteurs] qui forment des micro-régions de glyco-lipo-protéines appelées radeaux lipidiques ("lipid rafts").

Les radeaux lipidiques ont une composition en lipides différente de celle de la bicouche environnante (par exemple, ils contiennent 3 à 5 fois plus de cholestérol). En conséquence, les radeaux lipidiques ont une structure plus ordonnée et compacte que celle de la bicouche environnante mais ils "flottent" librement dans la bicouche.

Ces micro-régions spécialisées des membranes interviendraient dans des processus cellulaires (bien que leurs rôles - et l'existence même de ces radeaux - ne soient pas encore définitivement démontrés) :

  • ils influent sur la fluidité membranaire
  • ils ont un rôle dans l'assemblage des molécules de signalisation
  • ils ont un rôle le traffic des protéines membranaires (en particulier de récepteurs pour le processus de neurotransmission)

Chez les cellules Eucaryotes, le principal composant des radeaux lipidiques sont les sphingomyélines qui représentent environ 10 à 15 % des phospholipides totaux (ce sont les sphingolipides membranaires les plus abondants) et davantage encore dans le cerveau et les tissus du système nerveux périphérique (gaînes de myéline).

Les sphingomyélines sont absentes chez les végétaux et les micro-organismes.

Les sphingomyélines sont composées :

  • d'une tête phosphocholine (rouge)
  • d'une sphingosine (noir)
  • d'un acide gras (bleu). Les sphingomyélines prédominantes contiennent l'acide palmitique ou l'acide stéarique N-acylés sur le carbone 2 de la sphingosine.

membrane lipid sphingomyelin sphingolipide phosphocholin sphingosin acide gras palmitique stearique

Les sphingomyélines et leurs métabolites sont des messagers secondaires dans la transduction de signaux lors du développement, de la différenciation et de la réponse immunitaire.

Les sphingomyélines sont essentielles pour l'activité de certains récepteurs (exemples : récepteur nicotinique α7, récepteurs NMDA, récepteurs neurotrophiques, récepteur tyrosine kinase de type 2, récepteur sérotonine1A, récepteur de l'urokinase).

 

d. Liposomes et transport ciblé de médicaments

Les lipides peuvent former des liposomes (figure ci-contre) : vésicule artificielle, composée d'une bicouche lipidique qui entoure un compartiment aqueux, tout comme les membranes cellulaires.

Les liposomes diffèrent des micelles qui sont constitués d'une monocouche lipidique.

Les liposomes sont souvent constituées de phospholipides enrichis en phosphatidylcholine et peuvent également contenir des chaînes lipidiques mixtes aux propriétés tensioactives comme la phosphatidyl-éthanolamine.

Les nanoparticules peuvent véhiculer un médicament, un gène… au sein d'un tissu, d'une cellule, d'un compartiment cellulaire. Les nanoparticules sont en général constituées de polymères biodégradables.

Les liposomes ressemblent à des cellules (biomimétiques : le médicament est dissous dans le compartiment aqueux (figure du bas, ci-contre) s'il est hydrophile ou dans la bicouche s'il est lipophile.

Source : "La vectorisation des médicaments" (CNRS)

Structure membrane protein ose lipide lipid liposome

Structure membrane protein ose lipide lipid liposome


Avantages des liposomes Inconvénients des liposomes
Liposomes increased efficacy and therapeutic index of drug (actinomycin-D) Low solubility
Liposome increased stability via encapsulation Short half-life
Liposomes are non-toxic, flexible, biocompatible, completely biodegradable, and non-immunogenic for systemic and non-systemic administrations Sometimes phospholipid undergoes oxidation and hydrolysis-like reaction
Liposomes reduce the toxicity of the encapsulated agent (amphotericin B, Taxol) Leakage and fusion of encapsulated drug/molecules
Liposomes help reduce the exposure of sensitive tissues to toxic drugs Production cost is high
Site avoidance effect Fewer stables
Flexibility to couple with site-specific ligands to achieve active targeting ------------------------------
Intérêts de véhiculer des médicaments via liposomes Exemples
1. Improved solubility of lipophilic and amphiphilic drugs Amphotericin B, porphyrins, minoxidil, some peptides, and anthracyclines, respectively; hydrophilic drugs, such as anticancer agent doxorubicin or acyclovir
2. Passive targeting to the cells of the immune system, especially cells of the mononuclear phagocytic system Antimonials, amphotericin B, porphyrins, vaccines, immunomodulators
3. Sustained release system of systemically or locally administered liposomes Doxorubicin, cytosine arabinoside, cortisones, biological proteins or peptides such as vasopressin
4. Site-avoidance mechanism Doxorubicin andamphotericin B
5. Site-specific targeting Anti-inflammatory drugs, anti-cancer, anti-infection
6. Improved transfer of hydrophilic, charged molecules Antibiotics, chelators, plasmids, and genes
7. Improved penetration into tissues Corticosteroids, anesthetics, and insulin
Source : Akbarzadeh et al. (2013)

La taille du liposome va dépendre de la technique utilisée pour le fabriquer.

Le diamètre peut varier entre quelques dizaines de nanomètres et quelques dizaines de microns, c'est à dire d'un rapport de 1 à 1000.

  • SUV ("Small Unilamellar Vesicle") : < 100 nm
  • LUV ("Large Unilamellar Vesicle") : 100 nm - 500 nm
  • GUV ("Giant Unilamellar Vesicle") : > 1 µm
  • MLV ("MultiLamellar Vesicle") : inférieur au µm

Source : Paige et al. (2011)

Structure membrane protein ose lipide lipid liposome


Classification des vésicules lipidiques selon leurs structures et/ou préparation
archeosomes vésicules consistant en lipides d'origine archebactérie
cochleates dérivés de liposomes suspendus dans une solution aqueuse de polymère
dendrosomes famille de nanoparticules non toxiques, neutres, biodégradables, covalentes ou auto-assemblées, hyperbranchées, dendritiques et sphériques
vésicules séchées reconstituées petites vésicules unilamellaires, contenant différents lipides ou des mélanges de lipides
éthosomes systèmes beaucoup plus efficaces pour délivrer la substance au niveau de la peau (en termes de quantité et de profondeur) que les liposomes classiques ou les solutions hydroalcooliques
immunoliposomes liposomes modifiés par des anticorps
immunosomes préparés par l'ancrage de glycoprotéines pour préformer les liposomes
complexe immunitaire stimulant assemblages sphériques, micellaires d'environ 40 nm. Ils sont faits d'un mélange Quil A, cholestérol et phospholipides
lipoplexes complexes [ADN-lipides cationiques], vecteurs efficaces pour la transfection de cellules mais qui présentent certains inconvénients en raison de leur toxicité
LUVET ("Large Unilamellar VEsicles") préparés par la technique d'extrusion (systèmes à haute pression)
niosomes ou novasomes petites vésicules unilamellaires préparées avec des agents surfactants non-ioniques
liposomes sensibles au pH il en existe 4 classes
liposomes polymérisés vésicules de phosphatidyl-choline polymérisées (35-140 nm)
proliposomes particules sèches et fluides qui forment immédiatement une dispersion liposomale au contact de l'eau
protéosomes vésicules d'origine bactérienne solubilisées, puis précipitées au sulfate d'ammonium et dialysées contre un détergent. Les protéines et les peptides sont complexés à la membrane de manière non covalente, ce qui les rend hautement immunogènes
vésicules d'évaporation en phase inverse vésicules formées par évaporation de l'huile dans une émulsion d'eau ce qui aboutit à de grands liposomes unilamellaires
liposomes "furtifs" / cachés le revêtement des liposomes avec du polyéthylène glycol (polymère hydrophile synthétique) améliore leur stabilité et augmente leur demi-vie en circulation, rendant l'utilisation des glycolipides obsolètes. Le revêtement par le PEG inhibe l'adsorption de protéines et l'opsonisation des liposomes (recouvrement par l'opsonine)
liposomes sensibles à la température considérés comme vecteur prometteur pour délivrer de manière spécifique le médicament au bon endroit dans la cellule. Ils sont préparés avec des lipides qui subissent une transition de phase gel ==> liquide cristallin à quelques degrés au-dessus de la température physiologique
transfersomes composés de phosphatidylcholine et de cholate. Ce sont des vésicules ultra-déformables avec des propriétés de pénétration dans la peau améliorées
virosomes petites vésicules unilamellaires contenant l'hémagglutinine de la grippe qui leur permet de fusionner avec les membranes d'endocytose
Source : Wagner & Vorauer-Uhl (2011)

Retour haut de page

 

3. Les lipides membranaires

La structure en double couche de la membrane plasmique est due aux propriétés amphiphiles (ou amphipathiques) des multiples types de lipides qui la constituent.

Il existe 3 classes principales de lipides membranaires :

  • les phospholipides
  • les glycolipides
  • les stérols

lipides membranaires

Parmi les les phospholipides, les glycérophospholipides sont les plus abondants. Leur structure est la suivante (figure ci-dessous):

  • une tête qui contient une molécule de glycérol, une molécule d'acide phosphorique chargé négativement donc hydrophile. Ce groupement est orienté vers l'extérieur de la membrane.
  • deux chaînes hydrocarbonés hydrophobes orientées vers l'intérieur de la membrane.
  • une molécule supplémentaire liée à l'acide phosphorique qui confère son identité au lipide.

glycerophospholipides

Les cellules Eucaryotes contiennent des compartiments sub-cellulaires ou organites.

C'est la composition spécifique [protéines / (phospho)lipides / oses] de chacune des membranes des organites qui est à l'origine d'une grande partie de leur propriétés et fonctions biologiques.


type de membrane (foie de rat) cholestérol PC SM PE PI PS PG DPG PA GL
plasmique 30 18 14 11 4 9 --- --- 1 ---
RE rugueux 6 55 3 16 8 3 --- --- --- ---
RE lisse 10 55 12 21 7 --- --- 2 --- ---
mitochondie - interne 3 45 2,5 24 6 1 2 18 0,7 ---
mitochondie - externe 5 50 5 23 13 2 2,5 3,5 1,3 ---
membrane nucléaire 10 55 3 20 7 3 --- --- 1 ---
appareil de golgi 7,5 40 10 15 6 3,5 --- --- --- ---
lysosome 14 25 24 13 7 --- --- 5 --- ---
myéline 22 11 6 14 --- 7 --- --- --- 12
érythrocyte 24 31 8,5 15 2 7 --- --- 0,1 3
membrane plasmique - E. coli 0 0 --- 80 --- --- 15 5   ---

PC : phosphatidylcholine / SM : sphingomyèline / PE : phosphatidyléthanolamine / PI : phosphatidylinositol / PS : phosphatidylsérine / PG : phosphatidylglycérol / DPG : diphosphatidylglycérol (cardiolipine) / PA : acide phosphatidique / GL : glycilipides / RE : réticulum endoplasmique


Base de données : LIPID MAPS Structure database (LMSD)

Exemple : Glycérolipides --> Diradyl-glycérols --> 1,2-diacyl-sn-glycérol

Remarques :

  • les lipides contenus dans cette base de données ne sont pas tous des lipides constitutifs des membranes.
  • possibilité d'avoir plusieurs représentations de la structure du lipide recherché ("JMol", "ChemDraw" - interactif : possibilité de modifier la structure en ligne, Applet "MarvinView", ...)
  • bibliographie dédiée aux lipides
  • nombreux tuteurs concernant la structure et surtout la nomenclature (parfois très complexe) des lipides sont proposés
  • outils d'analyse bioinformatiques sont proposés
  • détails de voies métaboliques des lipides

Catégories Exemples de sous-catégories Exemple de lipide et de nomenclature
Acyls gras

acide gras et conjugués
octadécanoides, docosanoides
eicosanoides (Prostaglandines, Leukotriènes)
alcools gras, aldéhydes gras, esters gras, amides gras
nitriles gras, ethers gras
hydrocarbones et hydrocarbones oxygénés
rhamnolipides (glycolipide - rhamnose)

acide dodécanoïque
Glycérolipides Monoradylglycérols, diradylglycérols, triradylglycérols
Glycosylmonoradylglycérols
Glycosyldiradylglycérols
1-hexadécanoyl-2-(9Z-octadecenoyl)-sn-glycérol
Glycérophospholipides

glycérophosphocholine, glycérophosphoéthanolamine, glycérophosphoserine, glycérophosphoglycérol, glycérophosphate
CDP-glycérol, glycérophosphoinositol
phosphoinositides : glycérophosphoinositol monophosphate, glycérophosphoinositol bis-phosphate, glycérophosphoinositol tris-phosphate
glycérophosphoglycérophosphoglycérol (cardiolipine)
glycérophosphoglycérophosphate
glycéropyrophosphate
glycosylglycérophospholipide, glycérophosphoinositolglycane, glycérophosphonocholine

1-hexadécanoyl-2-(9Z-octadecenoyl)-sn-glycéro-3-phosphocholine
Sphingolipides

sphing-4-enine (sphingosine)
sphinganine
4-hydroxysphinganine (phytosphingosine)
sphingoide base 1-phosphate
lysosphingomyeline et lysoglycosphingolipide
sphingoide base N-méthylée
N-acylsphingosine (céramide), N-acylsphinganine (dihydrocéramide), N-acyl-4-hydroxysphinganine (phytocéramide), acylcéramide , céramide 1-phosphate
céramide phosphocholine (sphingomyeline), céramide phosphoéthanolamine, céramide phosphoinositol
phosphosphingolipide
phosphonosphingolipide

sphinganine sphingosine phosphocholine glucosylceramide galactosylceramide ceramide

Stérol lipides cholestérol et dérivés
cholesteryl esters
phytosterols et dérivés
stéroides C18 (estrogens) et dérivés, stéroides C19 (androgens) et dérivés, stéroides C21 (gluco/mineralocorticoides, progestogines) et dérivés
secostéroides
vitamines D2, D3 et dérivés [ST0301]
acides biliares et dérivés
glucuronides
conjugués de la glycine, de la taurine
hopanoides
cholest-5-en-3β-ol
Prénol lipides C5 isoprenoides C5, C10 (monoterpenes), C15 (sesquiterpenes), C20 (diterpenes), C25 (sesterterpenes), C30 (triterpenes), C40 (tetraterpenes)
polyterpenes
quinones, hydroquinones, ubiquinones
vitamines E, K
polyprenols
bactoprenols, bactoprenol monophosphates, bactoprenol diphosphates
phytoprenols, phytoprenol monophosphates, phytoprenol diphosphates
Dolichols, dolichol monophosphates, dolichol diphosphates
2E,6E-farnesol
Saccharolipides ose monoacylamino à ose heptaacylamino
ose acylamino glycanes
acyltrehaloses
acyltréhalose glycanes
UDP-3-O-(3R-hydroxy-tétradécanoyl)-αd-N-acétylglucosamine
Polyketides

polyketides aromatiques
hybrides [peptide non ribosomiaux /polyketide]
polyenes
angucyclines
flavonoides

aflatoxine B1

Source : LIPID MAPS Structure database (LMSD)


Classification des lipides et exemple de chaque classe.

Source : Fahy et al. (2005)

 

 

 

 

Structure membrane ose lipide lipid

Retour haut de page

 

4. Les (glycéro)phosphatidylinositols et les phosphoinositides

a. Formation et composition des phosphatidylinositols et des phosphoinositides

Les phosphatidylinositols (abbréviation : PtdIns) font partie de la classe des glycérophospholipides.

Ils sont composés :

  • d'1 molécule de glycérol estérifiée par 2 acides gras (fixés dans la membrane)
  • et 1 groupement phosphate lui-même lié à une molécule de myo-D-inositol cytosolique
  • composition en acides gras (les plus fréquents) des phosphatidylinositols : acides gras 16:0, 18:0, 18:1, 18:2, 18:3, 20:3, 20:4, 22:3, 22:5, 22:6.

membrane inositide phosphoinositide lipid phosphatidylinositol phosphatidylinositol-phosphate PtdIns

L'inositol peut-être phosphorylé de manière réversible sur les carbones 3, 4 et 5 et former les (glycéro)phosphatidylinositols phosphates (anioniques), également appelés inositides ou phosphoinositides :

  • les (glycéro)phosphatidylinositols monophosphate : PI(3)P, PI(4)P (majoritaire), PI(5)P ou PIP
  • les (glycéro)phosphatidylinositols bisphosphates : PI(3,4)P2, PI(3,5)P2, PI(4,5)P2 (majoritaire) ou PIP2
  • les (glycéro)phosphatidylinositols trisphosphate : PI(3,4,5)P2 ou PIP3

Exemple d'un phosphatidylinositol-3-phosphate qui joue un rôle important dans les membranes : sn-1-stearoyl-2-arachidonoyl phosphatidylinositol-3-phosphate.

Nom systématique : 1-octadécanoyl-2R-(5Z,8Z,11Z,14Z-eicosatétraenoyl)-sn-glycéro-3-phospho-(1'-myo-inositol-3'-phosphate).

PtdIns inositide phosphoinositide membrane lipid phosphatidylinositol phosphatidylinositol-phosphate

Les phosphoinositides sont des messagers secondaires très importants. Ils régulent des processus biologiques fondamentaux (croissance cellulaire, trafic membranaire, dynamique du cytosquelette, ...).

La quantité et la distribution dans la cellule et dans le temps des phosphoinositides sont très variables.

Les phosphoinositides sont exclusivement sur le feuillet cytosolique de la bicouche lipidique des membranes. Ils sont facilement accessibles aux phosphoinositides kinases, aux phosphoinositides phosphatases et aux phospholipases qui coupent les acides gras.

Les enzymes de modification des phosphoinositides sont localisées de manière hétérogène dans la cellule. En conséquence, les phosphoinositides sont regroupés au sein de membranes intracellulaires distinctes : chaque forme de phosphoinositides est un marqueur d'organite.

Par exemple, la membrane plasmique est riche en PtdIns(4,5)P2, la membrane de l'appareil de Golgi est riche en PtdIns(4)P et les PtdIns(3)P sont dans les membranes des endosomes précoces.

Source : Kutateladze (2010)

Structure membrane lipid phosphatidylinositol phosphatidylinositol-phosphate

Les phosphoinositides sont identifiés individuellement par un grand nombre de protéines effectrices qui contiennent des domaines structuraux spécialisés. Ces protéines effectrices reconnaissent l'arrangement unique de groupe(s) phosphate sur le cycle inositol.

On dénombre actuellement 11 domaines de fixation des phosphoinositides qui couvrent un large éventail d'affinités et de sélectivité pour les lipides des membranes.

proteine effectrice inositide phosphoinositide membrane lipid phosphatidylinositol phosphatidylinositol-phosphate

Source : Kutateladze (2010)

Domaines des protéines effectrices (figure ci-dessus) : pleckstrin homology domain, ANTH (AP180 N-terminal homology), C2 (conserved region-2 of protein kinase C), ENTH (epsin N-terminal homology), FERM (4.1, ezrin, radixin, moiesin), FYVE (Fab1, YOTB, Vac1 and EEA1), GOLPH3 (Golgi phosphoprotein 3), PDZ (postsynaptic density 95, disk large, zonula occludens), PROPPINs (β-propellers that bind PIs), PTB (phosphotyrosine binding), PX (Phox homology), Tubby modules.

Le domaine FYVE fixe avec une affinité et une spécificité élevées les PtdIns(3)P des endosomes précoces puis ponte ces PtdIns(3)P à des protéines cytosoliques.

C'est un domaine à doigt de zinc d'environ 70 acides aminés. Il est défini par 3 motifs conservées (WxxD, R[K/R]HHCR et RVC) qui forment un site de fixation (chargé très positivement) des PtdIns(3)P.

Topologiquement, le domaine FYVE appartient à la grande famille des protéines de coordination du zinc (famille RING). Cependant, ces 3 motifs le distingue des protéines de liaison à l'ADN de cette famille.

Retour haut de page

 

b. Interconversion de phosphatidylinositol phosphates et maturation des vésicules

Afin que la cellule distinguent les vésicules qui doivent sortir (sécrétion) de celle qui assurent le traffic intracellulaire, les vésicules naissantes doivent acquérir instantanément une identité de membrane distincte de celle de la membrane dont elles sont issues. Les phosphatidylinositol phosphates (PIP) assurent ce marquage membranaire spécifique.

Il existe un mécanisme d'interconversion spatiale et temporelle régulée de ces lipides au cours de la maturation des vésicules qui sont impliquées dans l'endocytose médiée par la clathrine, la voie principale pour l'internalisation des nutriments et des récepteurs impliqués dans la signalisation.

Les différents types de phosphatidylinositol phosphate sont en interconversion rapide via des kinases de lipides et des phosphatases de lipides. Les kinases ajoutent des groupements phosphate sur les carbones 3, 4 et 5 du cycle de l'inositol d'un PIP et les phosphatases les enlèvent.

La membrane plasmique est riche en phosphatidylinositol-4, 5-bisphosphate (PI(4,5)P2), dont la concentration est maintenue par l'activité de phosphatidylinositol-5-kinases.

PI(4,5)P2 est essentiel pour l'endocytose médiée par la clathrine. De nombreux composants impliqués dans cette voie d'endocytose, y compris les protéines AP-2, se lient spécifiquement à PI(4,5)P2 avant de déclencher l'assemblage de la principale protéine d'enrobage, la clathrine, pour générer des "puits" recouverts de clathrine qui s'invaginent et forment les vésicules d'endocytose.

Par contre, les endosomes (vésicules intracellulaires avec lesquelles les vésicules recouvertes de clathrine fusionnent éventuellement) sont riches en un autre PIP, le PI(3P), qui joue un rôle essentiel dans le traffic via les endosomes en recrutant plusieurs composants de la machinerie de fusion des endosomes.

La maturation des "puits" recouverts de clathrine est accompagnée par la conversion progressive de PI(4,5)P2 en PI(4)P puis en PI(3,4)P2.

Ce processus est médié par le recrutement séquentiel et l'activation de la phosphatidylinositol-5-phosphatase appelée synaptojanine et la phosphatidylinositol 3-kinase appelée PI(3)KC2α.

clathrine phosphatidylinositol endocytose endocytosis vesicule vesicle synaptojanin coated pit kinase phosphatase lipide

Source : Schmid & Mettlen (2013)

Les surfaces des vésicules recouvertes de clathrine naissantes et les endosomes précoces avec lesquels elles peuvent fusionner, sont riches en PI(3)P générés par l'activité de la phosphatase PI(4).

Le substrat préférentiel de la kinase PI(3)KC2α est PI(4)P, le produit de l'activité de la synaptojanine. La kinase PI(3)KC2α s'accumule progressivement sur les "puits" recouverts de clathrine tout au long de leur maturation. De plus, PI(3,4)P2 est une sous-population de ces "puits" qui s'enrichit.

Un appauvrissement en kinase PI(3)KC2α induit une inhibition de l'endocytose médiée par la clathrine et prolonge la durée de vie des "puits" recouverts de clathrine et leur accumulation à des étapes intermédiaires de leur maturation. Ces résultats indiquent qu'il y a coordonnation entre la conversion de PI(4,5)P2 en PI(4)P puis en PI(3,4)P2 et la maturation des "puits" recouverts de clathrine.

c. Les protéines attachées à la membrane par une ancre glycosylphosphatidylinositol

Environ 20% des protéines sont attachées au feuillet externe de la membrane cellulaire par une unité glycosylphosphatidylinositol (GPI) dans toutes les cellules Eucaryotes. L'ancre GPI est une modification post-traductionnelle.

Ce glycolipide contient :

  • une chaîne pseudo-pentasaccharide de base (3 mannose, 1 glucosamine, 1 phosphatidylinositol)
  • une partie lipidique (en général, un glycérol phosphatidyl-diacyl)
  • une phosphatidyl-éthanolamine qui établie une liaison phosphodiester avec l'extrémité C-terminale de la protéine ancrée

glycosylphosphatidylinositol phosphoinositide membrane lipid ancre GPI anchor

Source : Max Planck Institut

Cette structure de base GPI peut avoir des modifications supplémentaires selon le type de cellule, les plus courantes étant la phosphorylation, la glycosylation ou l'acylation.

L'extrémité réductrice de la glucosamine (GlcN) est liée à un groupement phosphatidylinositol. Ce phosphatidylinositol est alors ancré par une autre liaison phosphodiester à la membrane.

Beaucoup de protéines ancrées via une ancre GPI sont des enzymes hydrolytiques ou ont un rôle de récepteurs, d'antigènes de surface des cellules ou de molécules d'adhérence cellulaire.

De plus, les ancres GPI sont facilement incorporées dans les régions de la membrane enrichies en cholestérol et en sphingolipides, les radeaux lipidiques. Cela suggère que les protéines-GPI jouent un rôle important dans la transduction du signal.

Retour haut de page

 

5. Relation entre lipides membranaires et protéines transmembranaires

a. Corrélation entre nombre de lipides fixés et structure des protéines transmembranaires

Les lipides de "première couche" qui entourent les protéines transmembranaires s'échangent avec ceux de la bicouche environnante.

Ces lipides de "première couche" peuvent être caractérisés par spectroscopie de résonance paramagnétique électronique (RPE) parce que leur mobilité rotationnelle est significativement perturbée par la surface transmembranaire des protéines avec lesquelles ils interagissent.

Thermodynamiquement, la "première couche" de lipides se caractérise par :

  • Nb (mol/mol) : nombre de sites de lipides ou stoechiométrie de lipides aux mouvements restreints associés à différentes protéines ou peptides transmembranaires
  • Kr : constantes d'association relative de ces sites pour différents lipides
  • Ces deux types de valeurs peuvent être déterminées par spectroscopie RPE différentielle. Les valeurs de Kr peuvent être aussi obtenues par des méthodes d'extinction de fluorescence.

Protéines Nb Masse molaire (x10-3) nα : nombre prédit ou réel d'hélices transmembranaires
Cytochrome c oxidase 56 ± 5 204 28
55 ± 4 28
récépteur nicotinique de l'acétylcholine 40 ± 7 250 20
42 ± 7 268 20
Cytochrome c réductase 38 ± 3 230 13
[Na+,K+]-ATPase (rein) 31.5 ± 1.5 157 12
[Na+,K+]-ATPase (requin) 33 ± 3 147 12
Ca2+-ATPase 22 ± 2 115 10
24 ± 5 10
Rhodopsine (boeuf) 25 ± 3 39 7
22 ± 2 7
Rhodopsine (grenouille) 23 ± 2 39 7
transporteur [ADP - ATP] 25 32.8 6
protéolipide de la myeline 10 ± 2 25 4
protéolipide 16 kDa 5–6 17.5 4
M13 phage coat protein 4–5 5.2 1
Phospholambane (PLB) 5.7 ± 0.7 6.12 3.5 ± 0.4
PLB - A37 11.8 ± 0.6 6.08 1.15 ± 0.15
PLB - A36,41,46 7.1 ± 0.2 6.11 1.9 ± 0.1
4.0 ± 0.1 4.9 ± 0.1
11.3 1.0
7.8 ± 0.3 2.2 ± 0.5
PLB - Δ1-25A36,41,46 4.0 ± 0.2 5.1 ± 0.6
4.0 ± 0.2 5.0 ± 0.5
10.1 ± 1.3 1.2 ± 0.2
6.0 ± 0.6 3.3 ± 0.4
Gramicidine A 3.6 ± 0.3 1.88 β6.3-helix
K27, K-channel peptide 2.2 3.16 β-sheet
K27-Δ2 2.5 3.04 β-sheet
M13 phage coat protein 4 5.2 β-sheet
OmpA 11 18.90 β-barrel
OmpG 20 32.78 β-barrel
FomA 23 40.28 β-barrel
FhuA 32 80.09 β-barrel
Source : Marsh (2008)

b. Sélectivité des protéines transmembranaires vis-à-vis des lipides constitutifs des membranes

Energies libres d'association (par rapport à la phosphatidylcholine ou PC - dernière colonne) de divers phospholipides interagissant avec des protéines ou peptides transmembranaires
Protéine CL PA SA PS PG PE PC
PLP − 2.34 − 1.87 − 0.79 − 0.59 0.00
DM-20 − 0.83 − 0.69 − 0.10 0.00 0.00
myelin proteolipide − 0.41 − 1.06 − 1.95 − 0.34 − 0.10 + 0.69 0.00
− 1.10 − 0.88 − 1.06 − 0.34 − 0.69 − 0.53 0.00
[Na+,K+]-ATPase − 1.34 − 0.41 − 0.53 − 0.53 + 0.11 + 0.11 0.00
[Na+,K+]-ATPase digérée par la trypsine − 0.41, − 1.03 − 0.64 0.00
SERCA Ca2+-ATPase 0.0 + 0.7 0.0 + 0.8 0.00
cytochrome c oxidase − 1.69 − 0.64 0.00 0.00 0.00 0.00
transporteur [ADP - ATP] − 1.34 − 1.46 − 1.41 − 0.88 + 0.22 0.00
récépteur nicotinique de l'acétylcholine − 0.99 − 1.41 + 0.36 − 0.10 0.00
− 0.10 − 0.41,− 0.92 − 0.79 0.00
− 1.63 − 1.59 − 0.99 − 0.53 + 0.69 0.00
M13 phage coat protein − 1.44 − 1.44 − 0.83 − 0.74 − 0.47 + 0.11 0.00
− 0.47 − 0.18 − 0.18 − 0.10 0.00 0.00
cytochrome c reductase − 0.34 − 0.88 − 0.92 − 0.59 − 0.53 − 0.26 0.00
protéolipide 16 kDa − 0.88 − 0.41 − 0.34 0.00
K27, K-channel peptide − 1.19 − 0.69 − 0.69 − 0.10 − 0.10
K27-Δ2 − 1.46 − 1.46 − 0.92 0.00 0.00
phospholambane - A36,41,46 − 0.26 − 1.03 0.00 0.00 + 0.11 0.00
phospholambane - Δ1-25A36,41,46 − 0.10 − 0.59 0.00 0.00 + 0.22 0.00
GalP 0.00,− 1.06 − 0.64,− 1.46 − 0.01 + 0.11 0.00 0.00
Rhodopsine 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00 0.00
Gramicidine A − 0.18 + 0.36,− 0.34 − 0.10 + 0.22 + 0.22 0.00
OmpAj − 0.92 ~+ 1.6 +.60 0.00 + 0.69 + 0.51
OmpG − 0.17 + 0.4 − 0.13 + 0.09 0.00
FomA − 0.19 − 1.41 − 0.46 − 0.13 − 0.06 0.00
FhuAj − 0.41 − 1.10 − 0.34 0.00 + 0.51 − 0.10
OmpF + 0.6 + 0.2 0.00
KcsA + 0.9 − 0.3 + 0.2 − 0.23 + 0.6 0.00
MscL − 0.6 − 0.6 − 0.8 − 0.6 − 0.1 − 0.00
CL: cardiolipine; PA: acide phosphatidique ; SA: acide stéarique; PS: phosphatidylserine; PG: phosphatidylglycérol; PE: phosphatidyléthanolamine; PC: phosphatidylcholine
Source : Marsh (2008)

c. La cardiolipine

La cardiolipine (diphosphatidylglycérol) est un glycérophospholipide des membranes des bactéries et des mitochondries.

La cardiolipine représente 18 à 20% des phospholipides de la membrane interne des mitochondries.

cardiolipine membrane mitochondrie chaine respiratoire

La cardiolipine est un lipide caractéristique des membranes qui développent un potentiel électrochimique via le transport des électrons pour la synthèse d'ATP.

La cardiolipine a de nombreux rôles. Notamment, elle fixe les protons à ses groupes phosphates et contribue ainsi pour beaucoup à l'imperméabilité de la membrane interne aux protons, ce qui évite la dissipation du gradient électrochimique. Par ailleurs, elle joue un rôle dans l'importation du cholestérol pour la synthèse des stéroïdes dans la mitochondrie.

Retour haut de page

 

6. Environnement biophysique et caractéristiques des protéines transmembranaires

a. Différence entre membranes réelles et conditions expérimentales pour la détermination de la structure des protéines transmembranaires

La principale raison est la très grande difficulté à solubiliser les protéines transmembranaires. L'autre difficulté est de reproduire expérimentalement les conditions biophysiques des membranes biologiques quand on purifie/isole une protéine transmembranaireet pour en déterminer la structure.

Quelques exemples historiques :

  • bactériorhodopsine : résolution de 7 Å en 1975 puis résolution de 3.5 Å en 1990
  • glutathion transférase des microsomes : résolution de 3.2 Å (PDB 2H8A)
  • prostaglandine E synthétase des microsomes : résolution de 3.5 Å (PDB 3DWW)
  • gramicidine A dimérique solubilisée dans une bicouche lipidique sous forme de cristaux liquides en 1997 (PDB 1MAG)

Une caractéristique qui distingue les phospholipides des autres molécules amphiphiles est la concentration critique pour l'auto-assemblage extrêmement faible dans le cas des phospholipides :

  • cette concentration est de l'ordre du nanomolaire (nM) : quand les phospholipides s'assemblent en bicouches lipidiques, les monomères de phospholipides sont présents dans la phase aqueuse à une concentration de l'ordre du nanomolaire
  • en revanche, la concentration critique pour l'assemblage des détergents (utilisés pour la solubilisation des lipides membranaires) sous forme de micelles est généralement supérieure à 1 mM

b. Caractéristiques biophysiques de l'environnement réel des protéines transmembranaires au sein des membranes natives

Les propriétés biophysiques de nombreux environnements mimétiques de membrane utilisés pour la détermination de la structure de protéines transmembranaires (hydrophobicité, concentrations monomèriques des amphiphiles, gradient de la constante diélectrique, gradient de concentration de l'eau et profil de pression latérale), peuvent différer sensiblement des propriétés biophysiques réelles des membranes natives.

α. Le gradient de la constante diélectrique

En raison de la nature amphipathique de la membrane, il se produit un changement radical de la constante diélectrique au travers de la membrane (gradient) :

  • elle augmente d'abord d'une valeur de ~ 78 (à 25°C) dans la phase aqueuse à une valeur 2 - 3 fois plus forte dans la région des têtes hydrophiles des phospholipides
  • puis diminue brusquement jusqu'à une valeur de ~ 4-5 à l'interface des 2 couches
  • et enfin diminue jusqu'à une valeur de ~ 2 dans la région des chaînes acyles hydrophobes

La variation de 2 ordres de grandeur de la constante diélectrique au travers de la membrane a une conséquence critique sur l'ampleur et la distance des interactions électrostatiques. En particulier, les fortes interactions électrostatiques près du centre de la bicouche sont difficiles à rompre sans catalyseur. C'est la raison principale pour laquelle les hélices sont formées dans la région des têtes hydrophiles puis insérées au travers de la membrane.

β. La concentration de l'eau

Par ailleurs, la concentration de l'eau varie de plusieurs ordres de grandeur au travers des membranes, avec un gradient particulièrement fort dans les régions où les concentrations de cholestérol, de sphingomyéline et de chaînes acyles méthylées sont importantes. La concentration de l'eau est très faible dans la région des chaînes acyles hydrophobes.

γ. Stabilité accrue des hélices transmembranaires

Le renforcement des interactions électrostatiques dans les interstices de la membrane ont pour conséquences :

  • des liaisons hydrogène intra-hélices des protéines transmembranaires plus courtes
  • beaucoup moins de compétition entre les molécules d'eau et les chaînes latérales hydrophiles pour les groupements amides et carbonyle du squelette carboné de la chaîne polypeptidique
  • afin de minimiser l'exposition des groupements polaires du squelette carboné de la chaîne polypeptidique, les angles de torsion sont modifiés et le plan peptidique est davantage parallèle à l'axe des hélices (inclinaison de 8°) que dans le cas d'hélices de protéines hydrosoluble (inclinaison de 12°)

En conséquence, les hélices transmembranaires (ou transmembranaires) ont une géométrie quasi idéale et sont considérablement plus stables.

c. Origine physique de la pression latérale subie par les protéines transmembranaires

L'une des différences majeures entre les protéines membranaires et les protéines cyto-solubles est la pression à laquelle elles sont exposées. Une protéine libre en suspension en solution aqueuse subit une pression isotrope, alors que la pression que subit une protéine membranaire varie considérablement le long de la bicouche lipidique.

Les pressions locales peuvent s'élever à plusieurs centaines d'atmosphères.

  • En raison de la tension superficielle, les têtes hydrophiles et les chaînes hydrophobes d'hydrocarbures des phospholipides tendent à minimiser leurs surfaces de contact. Cela génère une forte pression négative (forces de traction) qui agit latéralement dans les régions situées à l'interface des deux feuillets de la bicouche lipidique.
  • Cette tension interfaciale est équilibrée par la pression latérale positive (forces qui poussent dont une partie provient de chocs stériques) des têtes hydrophiles et des chaînes hydrophobes d'hydrocarbures des phospholipides.

De plus, les têtes hydrophiles subissent une répulsion électrostatique entre les groupements chargés et la perte de molécules d'eau d'hydratation du fait de cette compression.

En ce qui concerne les chaînes hydrophobes d'hydrocarbures, le raidissement des chaînes acyles (pénalisée du point de vue de l'entropie) contribue à cette pression latérale positive.

Formes schématiques de phospholipides (à gauche) et profils de pression latérale (à droite) dans les bicouches lipidiques.

La pression latérale (p) est reportée en fonction de la profondeur (z) de la bicouche.

Figure a : dans le cas de phospholipides "cylindriques", comme la 1-palmitoyl-2-oléoyl-sn-glycéro-phosphocholine, les têtes hydrophiles et des chaînes acyles hydrophobes ont des exigences de surface similaires.

Figure b : l'addition de lipides avec des têtes petites, comme la 1-palmitoyl-2-oléoyl-sn-glyéro-phosphoéthanolamine redistribue la pression latérale positive des têtes hydrophiles vers les chaînes hydrophobes d'hydrocarbures.

Figure c : à l'inverse, l'addition de lipides avec une seule chaîne acyle tels que la lysophosphocholine abaisse la pression latérale positive au niveau des chaînes hydrophobes d'hydrocarbures et l'augmente au niveau des têtes hydrophiles.

pression laterale pressure protein intramembranaire

Source : Fiedler et al. (2010)

La composante négative de la pression latérale est due à la tension à l'interface entre les têtes hydratées et les chaînes acyles des lipides et reste donc pratiquement constante.

A l'équilibre, l'intégrale de la pression au travers de la bicouche est toujours nulle : les surfaces cumulées sous la courbe p(z) sont égales pour les composantes de la pression positive et de la pression négative.

Retour haut de page

 

7. Les protéines membranaires et transmembranaires

a. Généralités

Dans le génome humain, on estime qu'il y a environ 5500 gènes qui codent une protéine avec une région transmembranaire en hélice, soit environ 26 % des gènes codant pour des protéines.

Le plus grand nombre de ces protéines membranaires n'aurait qu'une région transmembranaire prédite, mais il y a aussi beaucoup de protéines avec 7 régions transmembranaires prédites (notamment les récepteurs couplés aux protéines G).

pression laterale pressure protein intramembranaire

Source : Jacso et al. (2012)

En revanche, les protéines membranaires dont les structures ont été déterminéesne représentent environ que 2% de l'ensemble des structures connues (recensées dans la PDB) : un grand nombre de repliements caractéristiques des protéines membranaires sont donc encore inconnus.

Environ 100 types de repliement hélicoïdaux de protéines transmembranaires sont actuellement connus : on estime qu'il doit en exister environ 1200.

Le repliement des protéines membranaires est censé être dicté par la séquence en acides aminés comme toutes les protéines.

Voir un cours sur les modèles du repliement.

Cependant, les protéines membranaires sont soumises à des contraintes biophysiques, imposées par l'architecture de la bicouche lipidique, auxquelles ne sont pas soumises les protéines cytosolubles.

Ces contraintes changent probablement la nature du processus du repliement des protéines membranaires qui, actuellement, est décrit par cinq étapes :

  • la fixation (partitionnement) - guidée par l'hydrophobicité
  • la formation de structures secondaires
  • l'insertion - guidée par l'hydrophobicité
  • la dimérisation latérale - guidée par les interactions latérales entre les segments insérés
  • l'auto-assemblage d'ordre supérieur (repliement final) - guidé par les interactions latérales entre les segments insérés

pression laterale pressure protein intramembranaire

Source : Li et al. (2012)

Les protéines membranaires sont synthétisées dans le réticulum endoplasmique, où elles sont incorporées dans la membrane de manière co-traductionelle.

Aller à la base de données "Orientation of Proteins in Membranes - OPM".


Quelques exemples de protéines membranaires
Fonctions - Rôles Catégorie Exemple - commentaires Code PDB
Canaux et pores Canaux ioniques trimèriques "Degenerin/epithelial sodium channel"
Récepteurs P2X
"Acid sensing ion channels"
 
Canaux ioniques tétramèriques "Voltage-gated ion channels"  
"Pentameric ligand-gated ion channels" Récepteur nicotinique de l'acétylcholine  
Canaux ioniques hexamèriques Jonctions gap ("Gap junctions") : complexe constitué de 2 semi-canaux (les connexons) chacun constitué de 6 connexines  
Canaux ioniques viraux "M2 channel of influenza A virus"  
"Mechanosensitive channels" MscL ("large conductance"), MscS ("small conductance"), MscM ("mini conductance") et MscK (regulé par la concentration du potassium) de Escherichia coli  
Aquaporines ----------------------------------- 2B60
"Ammonia channel" ----------------------------------- 1U7G
Toxines formant des pores ClyA / α-HL 2WCD / 7AHL
Transports actifs Transports primaires ATPase de type P  
"Light-driven pumps" - famille de la bactériorhodopsine 1FBB / 1FBK
"ATP-binding cassette (ABC) transporters" : glycoprotéine P / flippase MsbA 3G61
Transports secondaires : l'une des familles les plus vastes de protéines membranaires Transporteurs [ATP/ADP] 1OKC
Transporteurs dépendant du sodium 2NWX
Protéines de translocation Canaux de translocation des protéines : SecYEβ / SecA–SecYEG 1RHZ / 3DIN
Chaîne de transport des électrons --------------------- Complexe I - NADH:ubiquinone réductase  
Complexe II - succinate:ubiquinone réductase 1ZOY
Complexe III - ubiquinol:cytochrome c réductase 2FYU
Complexe IV - cytochrome c oxydase (aa3) 1V54
Photosynthèse --------------------- Centre réactionnel 1PRC

Complexe LHC1 - Centre réactionnel
Les complexes d'antenne LHC ("Light Harvesting Complexes I and II" / LHCI pour PSI et LHCII pour PSII) sont probablement les protéines membranaires les plus abondantes sur terre

1PYH
Complexe du photosystème I (PSI) 2O01
Complexe du photosystème II (PSII) 3BZ1
Réceptors couplés aux protéines G --------------------- Rhodopsine 1GZM
Récepteur β1-adrénergique 2VT4
Récepteur β2-adrénergique 2RH1
Récepteur adénosine A2a 3EML
Enzymes membranaires Protéases intramembranaires Rhomboides GlpG (protéases à sérine à 6 domaines transmembranaires) 2IC8
Protéase site 2 3B4R
Thiol oxidases  
Protéines MAPEG "Membrane associated proteins in eicosanoid and glutathione metabolism" 2H8A
Méthane mono-oxygénase -----------------------------------  
Protéines membranaires monotopiques Carnitine palmitoyl transférase - Voir la définition de protéines monotopiques (interaction avec une face de la membrane)  
Source : Vinothkumar & Henderson (2010)

b. Les hélices transmembranaires

Voir un cours sur les tructures secondaires des protéines.

La découverte (Lemmon et al., 1992) d'un motif (LIxxGVxxGVxxT) de dimérisation d'hélices transmembranaires de la glycophorine A (GpA) composé exclusivement d'acides aminés petits et apolaires a attiré l'attention sur l'importance des forces de van der Waals dans le repliement des protéines transmembranaires.

La plupart des hélices transmembranaires sont insérées individuellement dans la bicouche lipidique.

Il semble qu'elles forment des dimères et les interactions qui en découlent formeraient la structure oligomérique ordonnée finale.

Ainsi, les interactions hélices - hélices initiales puis la formation de dimères seraient des événements clés du repliement des protéines membranaires polytopiques.

helice helix folding repliement protein intramembranaire dimer

Source : Psachoulia et al. (2010)

L'obtention d'un nombre croissant de structure de protéines membranaires et transmembranaires a apporté un grand nombre d'informations quant à la topologie adoptée par les hélices membranaires et transmembranaires : elle peuvent être courtes, longues, déformées, interrompues au milieu de la membrane, elles peuvent traverser la membrane de manière oblique, reposer à plat sur la surface de la membrane, traverser une partie de la membrane puis retourner en arrière (formant des boucles appelées "re-entrant loops").

Figures ci-contre : représentation schématique des paramètres géométriques décrivant la conformation d'un faisceau d'hélices :

  • β = inclinaison de l'hélice ("helix tilt")
  • r = registre
  • ω = angle de rotation ("rotational angle")
  • Ω = angle d'intersection ("crossing angle")

L'angle d'intersection est un paramètre qui traduit la compaction d'un assemblage d'hélices.

Les valeurs de cet angle (Ω dans la figure ci-contre) sont calculées sur la base d'un dièdre défini par 4 points : 1 point à l'extrémité de chaque axe d'hélice et les 2 points (sur l'axe des hélices) de plus grande approche des hélices.

crossing angle helice helix folding repliement protein intramembranaire dimer

Figure adaptée de : Torres et al. (2002) et Zloh et al.

  • Un angle d'intersection positif traduit un super-enroulement d'hélices de pas gauche, et une valeur négative un super-enroulement d'hélices de pas droit.
  • Ω = 0° correspond à des hélices parallèles et Ω = 180° correspond à des hélices anti-parallèles.

Structures et propriétés d'hélices dimèriques transmembranaires (Cymer et al., 2012)
Protéine PDB Méthode Acides aminés impliqués dans l'assemblage des hélices angle d'intersection
GpA 1afo RMN LIxxGVxxGVxxT − 40
ErbB2 2jwa RMN LTxxISAxVGI − 41
ErbB1/ErbB2 2ks1 RMN ErbB1: IxTGMxGAxLLxxV − 46
ErbB2 : TxxISAxVGIxLV
ErbB3 2l9u RMN IxxLVxIFxxLxxxFLxxR + 24
αIIbβ3 2k9j RMN αIIb : GxxxGxxLL − 25
β3: VMxxxILxxG
EphA1 2k1k RMN AVxxGLxxGAxxLL − 39 à – 48
EphA2 2k9y RMN LAxIGxxAVxxVVxLVxxxxxFF + 15
BNIP3 2j5d RMN FxxxFxxxLxxSHxxAxxxGxxIG − 45
BNIP3 2ka1, 2ka2 RMN SHxxAIxxGIxxG − 34
ζζ 2hac RMN CxxxDxxLxxYxxxLTxxFxxV + 23
DAP12 2l34 RMN LxxIVxxDxxLT + 20
Sx1A/Syb2 3hd7 Diffraction rayons X Syb2 : MxxILxxIxxxIxxIIxxY + 18
Sx1A : IxxCxxILxxIxxxT

Visualisation de la bactériorhodopsine de Halobacterium salinarum.

Code PDB : 2BRD

Pour faire apparaître de multiples fonctions du menu Jmol :

  • clic sur "Jmol" (Mac)
  • clic droit sur "Jmol" (PC)

Retour haut de page

 

c. Différences de composition en acides aminés entre les hélices transmembranaires et les hélices des protéines hydrosolubles

Bien que reconnus comme casseurs d'hélice, Gly et Pro sont très abondants tout le long des hélices transmembranaires.

  • Gly facilitent les interactions inter-hélices, en particulier sous la forme de motifs spécifiques GxxxG ou GxxxGxxxG (x désignant n'importe quel acide aminé). Gly facilite ces interactions car ses groupements polaires peuvent établir des contacts étroits.
  • Gly peut faciliter la conversion entre états fonctionnels. En effet, Gly peut induire des [coudes / vrilles] au sein des hélices, un coude pouvant être présent dans un état fonctionnel et pas dans un autre.
  • Pro est beaucoup plus fréquent dans le coeur des hélices transmembranaires.
  • Bien que Gly et Pro déstabilisent les hélices transmembranaires en créant ces coudes, il en résulte aussi un accroissement de la surface de contact entre les hélices et donc une plus grande stabilité de la structure tertiaire.

En d'autres termes, la stabilité des hélices (résultant de la faible constante diélectrique et du manque d'eau dans le coeur hydrophobe des membranes) est amoindrie par Gly et Pro, mais ce phénomène est largement compensée par un accroissement de la stabilité de la structure tertiaire.

Les hélices transmembranaires sont enrichies en Phe et Trp :

  • Les protéines membranaires doivent être correctement orientées par rapport à la membrane : Trp (et Tyr) semblent impliqués dans l'ancrage des protéines en formant un anneau autour d'elles dans la région interfaciale de la membrane.
  • Phe semble protéger les groupements polaires du cœur hydrophobe de la bicouche lipidique.

Le nombre d'acides aminés chargés (Asp, Glu, Arg, Lys - figure a ci-contre) ou très polaires (His, Gln et Asn - figure b ci-contre) est réduit d'un facteur 3 - 4 dans les hélices transmembranaires.

Quand ils sont présents, ces acides aminés sont plus souvent situés aux extrémités (N- et C-) des hélices transmembranaires où les chaînes latérales interagissent avec les têtes hydrophiles des phospholipides.

Structure membrane protein ose lipide lipid liposome

Source : Zhou & Cross (2013)

Les chaînes latérales faiblement polaires (Ser et Thr) sont parfois trouvés à la surface hydrophobe des protéines transmembranaires.

Retour haut de page

 

d. Ancrages à la membrane des protéines membranaires par S-palmitoylation

La S-palmitoylation (ou S-acylation) est une modification post-traductionnelle qui ajoute, dans la grande majorité des cas, un acide palmitique (acide gras saturé en C16) sur 1 à 4 cystéine(s) d'une protéine membranaire, via une liaison thioesther.

palmitoyl-CoA + [protéine]-L-cysteine <===> [protéine]-S-palmitoyl-L-cysteine + CoA

  • L'acide palmitique est au préalable activé sous forme d'un acyl-CoA : le palmitoyl - CoA.
  • La sérine et la thréonine peuvent aussi, mais plus rarement, être palmitolylées.
  • D'autres acides gras que l'acide palmitique peuvent parfois être ajouté.

palmitoylation palmitic palmitique myristoylation Gly Cys protein acyl transferase membrane

Les protéines sont souvent modifiées de manière séquentielle par des lipides différents :

  • la modification co-traductionnelle par le myristate (ou N-myristoylation) s'effectue sur un résidu Gly N-terminal après que cette Gly apparaisse suite à l'hydrolyse de la méthionine N-terminale (liée au codon d'initiation de la traduction).
  • cette modification est suivie par la palmitoylation post-traductionnelle des résidus Cys adjacents ou proches d'un résidu Gly N-myristoylé.

La palmitoylation a lieu dans le cytoplasme et n'utilise pas les voies de sécrétion du réticulum endoplasmique.

La palmitoylation augmente l'hydrophobicité de la protéine et donc son aptitude à s'associer aux membranes.

La palmitoylation est essentielle pour le repliement des protéines membranaires impliquées dans la signalisation et le trafic intracellulaires comme les kinases de la famille Src, les GTPases de la famille Ras, les protéines G et les récepteurs couplés aux protéines G .

La palmitoylation est aussi impliquée dans le métabolisme des lipoprotéines, l'apoptose et d'autres processus cellulaires.


Exemples d'acides gras
Carbone Doubles liaisons Position des doubles liaisons Nom commun Nom IUPAC Point de fusion
12 0 C12:0 laurate
(acide laurique)
dodécanoate
(acide dodécanoique)
43°C
14 0 C14:0 myristate tétradécanoate 52°C
16 0 C16:0 palmitate hexadécanoate 63°C
18 0 C18:0 stéarate octadécanoate 70°C
20 0 C20:0 arachidate icosanoate 75°C
22 0 C22:0 béhénate docosanoate 81°C
24 0 C24:0 lignocérate tétracosanoate 84°C
16 1 C16:1 Δ9 palmitoléate cis9-hexadécénoate - 0,5°C
18 1 (végétaux) C18:1 Δ9 (acide gras ω-9) oléate cis9-octadécénoate 13°C
18 2 (végétaux) C18:2 Δ9,12 (acide gras ω-6) linoléate cis,cis9,12-octadécadiénoate - 9°C
18 3 (végétaux) C18:3 Δ9,12,15 (acide gras ω-3) linolénate all-cis9,12,15-octadécatriénoate - 17°C
18 4 (végétaux) C18:4 Δ6,9,12,15 (acide gras ω-3) stéaridonate all-cis6,9,12,15-octadécatétraénoate ------
20 4 (animaux) C20:4 Δ5,8,11,14 (acide gras ω-6) arachidonate all-cis5,8,11,14-eicosatétraénoate - 49°C
20 5 (poisson) C20:5 Δ5,8,11,14,17(acide gras ω-3) eicosapentaénoate all-cis5,8,11,14,17-eicosapentaénoate ------
22

5 (animaux)

C22:5 Δ4,7,10,13,16 (acide gras ω-6)

C22:5 Δ7,10,13,16,19 (acide gras ω-3)

acide osbond

clupanodonate

all-cis4,7,10,13,16-docosapentaénoate

all-cis7,10,13,16,19-docosapentaénoate

------
22 6 (animaux) C22:6 Δ4,7,10,13,16,19 (acide gras ω-3) cervonate all-cis4,7,10,13,16,19-docosahexaenoate - 44°C
24 6 C24:6 Δ6,9,12,15,18,21 (acide gras ω-3) nisinate all-cis6,9,12,15,18,21-tétracosahexaénoate ------

La S-palmitoylation est catalysée par les palmitoyl S-acyltransférases qui ont fixées à la membrane.

A l'inverse de la prénylation et de la myristoylation, la palmitoylation est en général réversible du fait de la nature chimique de la liaison thioester établie entre l'acide gras et l'acide aminé. La dé-palmitoylation est catalysée par les palmitoyl-protéines thioesterases (EC 3.1.2.22).

palmitoylation palmitic palmitique myristoylation Gly Cys protein acyl transferase membrane

Ce processus de[palmitoylation - dépalmitoylation] est la seule modification par des qui soit réversible. Cette dynamique d'états modifiés ou pas est un élément clé de la régulation des protéines membranaires palmitoylées, au même titre que la [phosphorylation (kinases) - déphosphorylation (phosphatases)] des protéines.

Palmitoyl-protéines thioesterases : PDB 3GRO.

Les palmitoyl S-acyltransférases (EC 2.3.1.225) contiennent un domaine conservé riche en cystéine avec un motif [DHHC] nécessaire à l'activité enzymatique.

C'est la raison pour laquelle on les appelle aussi les protéines DHHC.

Ce motif est lui-même inclus dans une région plus grande d'environ cinquante acides aminés très conservés, dont le le motif général est : [C-x(2)-C-x(9)-HC-x(2)-C-x(4)-DHHC-x(5)-C-x(4)-N-x(3)-F]

Structure membrane protein ose lipide lipid liposome

Source : PFAM - PF01529

Elles protéines S-acyltransférases s'auto-acylent.

Les palmitoyl acyltransférases DHHC5, DHHC6 et DHHC8 sont S-acylées sur 3 résidus Cys au niveau d'un motif [CCX(7-13)C (S/T)] situé en aval du domaine DHHC conservé. Cette auto-acylation est un mécanisme qui régule probablement la spécificité et/ou l'activité des acyltransférases.

Retour haut de page

 

8. Les aspartyl protéases intramembranaires

L'intérieur des membranes est un environnement très hydrophobe. La découverte de protéases utilisant des molécules d'eau pour l'hydrolyse d'autres protéines à l'intérieur des membranes fût donc une surprise. Cependant, la signalisation via la protéolyse intramembranaire est un mécanisme conservé des bactéries à l'homme.

L'étape centrale de ce type de signalisation est l'hydrolyse de protéines cibles situées dans la bicouche lipidique par des protéases elles-mêmes enchâssées dans la membrane. Ces protéases intramembranaires se répartissent en 3 familles distinctes :

  • les protéases à sérine rhomboïdes
  • les métalloprotéases à zinc site-2 protéases (S2P)
  • des aspartyl endoprotéases ou endopeptidases aspartiques (EC 3.4.23) dont 2 représentants sont la préséniline (qui fonctionne sous forme d'oligomère) et la la peptidase de peptide signal (qui fonctionne sous forme de monomère)

La préséniline est le composant catalytique de la γ-sécrétase (complexe protéolytique très hydrophobe constitué de 4 protéines intégrales membranaires : préséniline, PEN-2, APH-1 et nicastrine) responsable de la production du peptide amyloïde-β à partir de la protéine précurseur de l'amyloïde.

Dans ce complexe, PEN-2 est supposé interagir directement avec la préséniline, qui contient 2 fragments d'endo-protéolyse appelées NTF (segments transmembranaires 1 à 6) et FCT (segments transmembranaires 7 à 9).

En tant qu'élément central, la préséniline est associée également à APH-1 et à la nicastrine.

Le domaine N-terminal NTF forme une structure en forme de fer à cheval qui entoure les segments transmembranaires 7 à 9 du domaine C-terminal.

Les deux résidus aspartate catalytiques sont du côté cytoplasmique des segments transmembranaires 6 et 7, à proximité l'un de l'autre et à environ 8 Å à l'intérieur de la membrane lipidique.

Les molécules d'eau ont un accès à ces aspartates catalytiques à travers une grande cavité entre les domaines N- et C-terminaux.

 

aspartyl protease proteolyse proteolysis membrane intramembranaire preseniline peptidase signal peptide nicastrin gamma secretase amyloide

Source : Li et al. (2013)

Retour haut de page

 

9. Un cas très particulier : le site actif de la diacylglycérol kinase bactérienne

La diacylglycérol kinase bactérienne est une protéine intégrale de la membrane qui catalyse une étape clé dans la synthèse d'oligosaccharides (la conversion du diacylglycérol en acide phosphatidique).

Elle forme un homotrimère et elle est fonctionnellement et structuralement distincte des autres kinases.

De plus sa petite taille (seulement 121 acides aminés) la rend encore plus intrigante : comment une si petite enzyme peut-elle traverser la membrane tout en structurant un site actif qui doit accommoder un substrat lipidique encombrant et une molécule d'ATP hydrophile ?

Les données cristallographiques récentes (Li et al., 2013) sont en faveur de l'hypothèse que chaque monomère "emprunte un composant structural" au monomère voisin et peut ainsi créer un site actif composite. Cet élément emprunté est une hélice amphiphile (hydrophobe et hydrophile) N-terminale. Cette hélice est stratégiquement située à l'interface entre la membrane et le cytoplasme et fournit un résidu catalytique crucial.

Figure ci-contre : schéma de la diacylglycérol kinase dans la membrane interne de Escherichia coli.

L'hypothèse formulée par Li et al. (2013) est que le site actif qui lie l'ATP (jaune) et le substrat (bleu et rouge), comprend à la fois la membrane et une hélice N-terminale d'un autre monomère (vert).

La poche de fixation de l'ATP est dans la partie cytoplasmique de la protéine : elle est formée par les trois hélices transmembranaires d'un monomère et l'hélice N-terminale du monomère voisin.

La poche de liaison du substrat est formée en grande partie par la membrane. Ainsi la membrane constituerait une partie du site actif de cette enzyme.

diacylglycerol kinase membrane intramembranaire ATP helice helix phospholipide

Source : Zheng & Jia (2013)

bâtonnets oranges : acides aminés catalytiques
sphère pourpre : ion magnésium

Retour haut de page

 

10. Les protéines MAPEG

Les protéines MAPEG ("Membrane Associated Proteins in Eicosanoid and Glutathione metabolism") sont impliquées dans la biosynthèse de dérivés de l'acide arachidonique.

Ces dérivés sont des médiateurs de la douleur, de la fièvre et de l'inflammation.

Les protéines MAPEG sont aussi impliquées dans la biotransformation et la détoxification des substances électrophiles.

eicosanoid leucotriene prostaglandine acide arachidonique arachidonic membrane transmembranaire phospholipide MAPEG

Résumé de la voie de biosynthèse des eicosanoides à partir de l'acide arachidonique :

  • cyclo-oxygénases : conversion de l'acide arachidonique (libéré par des phospholipases) en prostaglandine G2 puis en prostaglandine H2 (PGH2)
  • prostaglandine E synthase : conversion PGH2 ==> prostaglandine E2 (ou dinoprostone ou acide (3R)-3-hydroxy-2-[(3S)-3-hydroxyoct-1-enyl]-5-oxocyclopentyl]hept-5-enoique)
  • autres synthases : conversion PGH2 ==> PGD2 ou PGF2 ou PGI2 ou thromboxane A2

eicosanoid leucotriene prostaglandine acide arachidonique arachidonic membrane transmembranaire phospholipide MAPEG

Les protéines MAPEG constituent une superfamille de protéines transmembranaires apparentées sur le plan structural mais avec des fonctions diverses.

L'analyse bioinformatique a permis d'établir plusieurs classes des protéines MAPEG des Eucaryotes :

  • les 6 familles de glutathion transférases des microsomes
  • la leucotriène C4 synthase
  • la protéine d'activation de la 5-lipoxygénase
  • la prostaglandine E synthase

Figure ci-contre : schéma des réactions catalysées par les protéines MAPEG chez les organismes supérieurs

  • texte dans les ellipses jaunes : protéines MAPEG
  • texte dans les cercles blancs : autres enzymes non MAPEG

Abbreviations :

  • prostaglandine (PG), prostaglandine E synthases des microsomes (MPGES), prostaglandine E synthases cytosoliques (CPGES), tromboxane (TX)
  • cyclo-oxygénase (COX ou prostaglandine G/H synthase)
  • 5-lipoxygénase (5-LO), protéine d'activation de la 5-lipoxygénase (FLAP)
  • leukotriène (LT), leucotriène A4 (LTA4), leukotriène C4 (LTC4), hydrolase de LTA4 (LTA4H), leucotriène C4 synthase (LTC4S)
  • tripeptide glutathion (GSH), glutathion transférase (GST), dimère cytosolique de la GST (CGST), glutathion S-transférase 1 des microsomes (MGST1)
  • acide 5-hydroperoxy-eicosatétraenoique (5-HpETE), acide 5-hydroxy-eicosatétraenoique (5-HETE)

Source : Hebert & Jegerschold (2007)

diacylglycerol kinase membrane intramembranaire ATP helice helix phospholipide

Voie de gauche figure ci-dessus

MPGES1 et COX-2 sont induites dans des conditions d'inflammation et catalysent la formation de quantités accrues de PGE2, qui aboutit aux symptômes de l'inflammation comme l'enflure, la douleur et la fièvre.

En revanche, COX-1 en relation avec CPGES et MPGES2 assurent un niveau homéostatique de PGE2. La partie soluble de MPGES2 (PDB : 1Z9H) est structuralement similaire aux CGST solubles, mais elle est ancrée dans la membrane de l'appareil de Golgi.

Les structures des autres synthases terminales des voies ont été résolues.

Voie de droite figure ci-dessus

LTA4 est formé par l'action conjuguée de 5-LO et FLAP. LTC4S catalyse spécifiquement la conjugaison de GSH sur LTA4 formant LTC4 et est impliquée dans des symptômes d'hypersensibilité comme l'asthme et l'allergie.

En-dessous : MGST1 fait partie de la Phase II de la détoxification et catalyse la conjugaison de GSH aux substances endogènes électrophiles ou xénobiotiques dans le but d'être excrétées (exemple dans la figure du 1-chloro-2, 4-dinitrobenzène - CDNB). Le complexe central est un intermédiaire transitoire, le complexe Meisenheimer.
MGST1 contrecarre également les réactions du stress oxydatif, par exemple en réduisant lipides peroxydés des membrane (par ).

En bas : réactions de réduction. MGST2 et MGST3 catalysent les réactions indiquées et ont (comme MGST1) une spécificité de substrat et une distribution de tissus relativement large. Elles sont pour l'instant moins bien caractérisées que les autres protéines MAPEG.

Figure ci-contre : structures de protéines MAPEG.

(a) représentation schématiques de la topologie des hélices transmembranaires. Les séquences en acides aminés de l'hélice transmembranaire 2 sont significativement conservées, en particulier le motif RX(3)NX(2)[D/E].

aspartyl protease proteolyse proteolysis membrane intramembranaire preseniline peptidase signal peptide nicastrin gamma secretase amyloide

Source : Molina et al. (2008)

Quelques caractéristiques structurales des proteines MAPEG :

  • Interpro : IPR001129
  • PFAM : "family MAPEG" - PF01124
  • MGST1 et MPGES1 ont 39% d'identité de séquences.
  • Structure de MGST1 du rat : PDB 2H8A
  • Structure de MPGES1 : PDB 4AL0 et 4AL1 - rôle clé dans le mécanisme catalytique de la sérine 127
  • Structure de MPGES2 : PDB 1Z9H
  • Structure de FLAP de l'homme : 2Q7R et 2Q7M
  • Structure de leukotriene LTC4S : PDB 2UUH

 

12. Liens Internet et références bibliographiques

"Chronological history of lipid science" ("Cyberlipid.org")

"An introduction to sphingolipids and membrane rafts"

"Membrane proteins of known 3D structure"

Base de données "Orientation of Proteins in Membranes"

"Docking of Transmembrane Helices into Four Helix Bundles in the High Affinity IgE Receptor" - Zloh et al.

CAMPS2.0 (Computational Analysis of the Membrane Protein Space database)

"Mechanosensitive Channel MscS"

Annotation des séquences de protéines transmembranaires

"Prediction of palmitoylation site"

Aller au site

Aller au site

Aller au site

OPM

Aller au site

CAMPS2.0

Aller au site

UNIPROT

Aller au site

Singer & Nicolson (1972) "The fluid mosaic model of the structure of cell membranes" Science 175, 720 - 731

Nicolson G.L. (November 2013) "The Fluid - Mosaic Model of Membrane Structure: Still relevant to understanding the structure, function and dynamics of biological membranes after more than 40 years" Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes

Article

Article

Breukink & Kruijff (2006) "Lipid II as a target for antibiotics" Nat. Rev. Drug Discover. 5, 321 - 323

Pomorski & Menon (2006) "Lipid flippases and their biological functions" Cell. Mol. Life Sci. 63, 2908 - 2921

Sharom (2011) "Flipping and flopping-lipids on the move" IUBMB Life 63, 736 - 746

Article

Article

Article

Jacso et al. (2012) "Characterization of Membrane Proteins in Isolated Native Cellular Membranes by Dynamic Nuclear Polarization Solid-State NMR Spectroscopy without Purification and Reconstitution" Angew. Chem. Int. Ed. Engl. 51, 432 - 435

Schmid & Mettlen (2013) "Cell biology: Lipid switches and traffic control" Nature 499, 161 - 162

Li et al. (2013) "Structure of a presenilin family intramembrane aspartate protease" Nature 493, 56 - 61

Article

Article

Article

Marsh, D. (2008) "Protein modulation of lipids, and vice-versa, in membranes" Biochim. Biophys. Acta - Biomembranes 1778, 1545 - 1575

Shao & Hegde (2011) "Membrane Protein Insertion at the Endoplasmic Reticulum" Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 27, 25 - 56

Wagner & Vorauer-Uhl (2011) "Liposome Technology for Industrial Purposes" J. Drug Deliv. 591325

Hicks et al. (2012) "Lipid rafts and Alzheimer's disease: protein-lipid interactions and perturbation of signaling" Front. Physiol. 3, 189

Akbarzadeh et al. (2013) "Liposome: classification, preparation, and applications" Nanoscale Res. Lett. 8, 102

Article

Article

Article

Article

Article

Fahy et al. (2005) "A comprehensive classification system for lipids" J. Lipids Res. 46, 839 - 862

Niemela et al. (2009) "Bioinformatics and computational methods for lipidomics" J. Chromato. B (Lipidomics: developments and applications) 877, 2855 - 2862

Yang et al. (2010) "Proteome Scale Characterization of Human S-Acylated Proteins in Lipid Raft-enriched and Non-raft Membranes" Mol. Cell Proteomics 9, 54 - 70

Kutateladze (2010) "Translation of the phosphoinositide code by PI effectors" Nat. Chem. Biol. 6, 507 - 513

Paige et al. (2011) "Phospholipase D: Enzymology, Functionality, and Chemical Modulation" Chemical Rev. 111, 6064–6119

Article

Article

Article

Article

Article

Zheng & Jia (2013) "Crystal structure of the integral membrane diacylglycerol kinase" Nature 497, 445 - 446

Li et al. (2013) "Crystal structure of the integral membrane diacylglycerol kinase" Nature 497, 521 - 524

Article

Article

Torres et al. (2002) "Contribution of Energy Values to the Analysis of Global Searching Molecular Dynamics Simulations of Transmembrane Helical Bundles" Biophys J. 82, 3063 - 3071

Vinothkumar & Henderson (2010) "Structures of membrane proteins" Q. Rev. Biophys. 43, 65 - 158

Fiedler et al. (2010) "Protein folding in membranes" Cell. Mol. Life Sci. 67, 1779 - 1798

Psachoulia et al. (2010) "Molecular dynamics simulations of the dimerization of transmembrane alpha-helices" Acc. Chem. Res. 43, 388 - 396

Li et al. (2012) "Transmembrane Helix Dimerization: Beyond the Search for Sequence Motifs" Biochim. Biophys. Acta. 1818, 183 - 193

Cymer et al. (2012) "Transmembrane helix–helix interactions are modulated by the sequence context and by lipid bilayer properties" Biochim. Biophys. Acta (BBA) - Biomembranes 1818, 963 - 973

Zhou & Cross (2013) "Influences of Membrane Mimetic Environments on Membrane Protein Structures" Annu. Rev. Biophys. 42, 361 - 392

Article

Article

Article

Article

Article

Article

Article

Hebert & Jegerschold (2007) "The structure of membrane associated proteins in eicosanoid and glutathione metabolism as determined by electron crystallography" Curr. Opin. Struct. Biol. 17, 396 - 404

Molina et al. (2008) "Catalysis within the lipid bilayer - structure and mechanism of the MAPEG family of integral membrane proteins" Curr. Opin. Struc. Biol. 18, 442 - 449

Sjogren et al. (2013) "Crystal structure of microsomal prostaglandin E2 synthase provides insight into diversity in the MAPEG superfamily" Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 110, 3806 - 3811

M. Whorton (2014) "Structural biology: Calcium-activated proteins visualized" Nature

Brunner et al. (2014) "X-ray structure of a calcium-activated TMEM16 lipid scramblase" Nature

Article

Article

Article

Article

Article

 

Valid XHTML 1.0 Transitional         Flux RSS Retour haut de page