1. Introduction et définitions

2. Quelques lois thermodynamiques du transport membranaire

3. La diffusion simple ou diffusion libre (transport passif)

4. Le transport facilité (transport passif)

a. Types de protéines du transport facilité
b. Caractéristiques du transport facilité
c. Formalisme thermodynamique du transport facilité
d. Traitement cinétique du transport facilité
e. Exemple du transport facilité du glucose par les perméases GLUT
f. Les protéines de transport facilité de la superfamille MFS
g. Mécanisme de couplage allostérique entre la liaison du soluté et le déclenchement fermeture - ouverture des accès au soluté

5. Le transport actif primaire ou direct

a. Généralités

b. Principe du transport actif primaire
c. Description du cycle de la pompe à sodium - potassium ou ATPase - [Na⁺/K⁺]

6. Les pompes - transport actif primaire

a. Les différents types de pompes
b. Mécanisme d'activation des pompes ATPases - Ca²⁺ par la calmoduline
c. L'ATP synthase F_oF₁

7. Transport actif secondaire

a. Principe
b. Description du cycle de la lactose perméase de Escherichia coli

8. Les transports au travers des membranes mitochondriales

9. Détection du toucher et de la chaleur

10. Liens Internet et références bibliographiques

1. Introduction et définitions

Les transports membranaires déplacent des ions ou des molécules au travers des membranes biologiques séparant le milieu intra-cellulaire du milieu extra-cellulaire ou séparant deux compartiments sub-cellulaires.

• Les propriétés physico-chimiques des différentes membranes biologiques, donc leur composition notamment en lipides et protéines, sont capitales puisqu'elles dictent les types de transport et leur mécanisme. Voir un cours sur les lipides et les protéines constitutives des membranes.

• Les membranes biologiques sont des entités structurales et chimiques très dynamiques. L'article publié par Singer et Nicolson en 1972 a proposé le modèle de la mosaïque fluide pour décrire l'organisation des biomembranes.
• Voir une remarquable vidéo : "How does SARS-CoV-2 enter and replicate in cells ?" ("Comment le SARS-CoV-2 pénètre-t-il et se réplique-t-il dans les cellules ?")

• Les membranes biologiques sont des barrières sélectives très efficaces. La figure ci-dessous indique la perméabilité (ou non) d'une double couche lipidique sans protéine à différents types de biomolécules.

Le flux net d'un soluté S (J_s) au travers d'une membrane signifie qu'il existe une force qui agit sur ce soluté et qui détermine le sens de ce flux.

Cette force résulte de gradients transmembranaires de potentiels thermodynamiques : gradients de pression osmotique, gradients chimiques ou électrochimiques, gradients de température.

• Un transport est passif si l'énergie de ces gradients rend compte quantitativement du flux transmembranaire du soluté S.

• Cependant, un flux net peut ne pas résulter de cette force : s'il n'y a pas de couplage du flux du soluté S avec le flux d'autres solutés, l'énergie pour le transport du soluté S provient (partiellement ou totalement) du métabolisme cellulaire. Il s'agit alors de transport actif primaire ou transport couplé directement au métabolisme.

Remarques concernant les gradients de température

• Certains tissus adipeux sont spécialisés dans la combustion des graisses et la thermogenèse des mammifères. Cette aptitude à la thermogenèse leur est conférée par la protéine découplante 1 ("UnCoupling Protein 1" - UCP1), une protéine de transport spécifique de la membrane interne des mitochondries de ces tissus adipeux.
• UCP1 augmente la conductance de la membrane interne pour les protons : le gradient de protons mitochondrial est dissipé au travers de la membrane interne, ce qui découple la phosphorylation oxydative de la synthèse d'ATP. L'énergie du gradient est convertie en chaleur (et non pas sous forme d'ATP).
• Le réticulum endoplasmique / sarcoplasmique semble aussi l'un des organites responsables de la production de chaleur dans la cellule. Cette production de chaleur est médiée par la pompe Ca²⁺ - ATPase (SERCA).

Figures ci-dessous : illustration schématique des types de transports transmembranaires.

Figure ci-dessous : résumé des différents types de transports membranaires.

Le passage de matériel biologique trop volumineux ou trop réactif s'effectue par deux autres processus : l'endocytose et l'exocytose. Dans les deux cas, ce transport s'effectue par l'intermédiaire d'une vésicule lipidique, résultat d'une invagination de la membrane plasmique.

Voir le cours : "Le trafic vésiculaire - les protéines SNARE".

Figure ci-dessous : "The Transporter Classification system". Plus de 400 familles de transporteurs ont été recensées.

Source : Busch & Saier (2002)

2. Quelques lois thermodynamiques du transport membranaire

a. Les lois de la diffusion de Fick

Considérons le flux J_s d'un soluté S en solution. A est la surface (en m²) à travers laquelle le flux se dirige.

Remarque : la diffusion a lieu dans les 3 dimensions mais le flux n'est considéré que dans 1 dimension par simplification.

La diffusion a lieu le long d'un gradient de concentration : des fortes concentrations vers les faibles concentrations.

Les lois de la diffusion ont été développées par Adolf Fick en 1855 :

1ère loi de Fick : J_s = - D_s . (∂C_s / ∂x) = - b . C_s . (∂μ_s / ∂x)

2ème loi de Fick : ∂C_s / ∂t = D_s . (∂²C_s / ∂x²)

• J_s est le flux (en mol.sec^-1.m^-2) du soluté S ou vitesse de changement de la quantité Q du soluté en fonction du temps. J_s mesure donc la quantité de soluté qui traverse une petite surface pendant un temps court.
• D = b . RT : coefficient de diffusion (en m².sec^-1) . Par convention il est toujours négatif dans l'équation de Fick car le sens du flux va vers les faibles concentrations.
• (∂C_s / ∂x) est le gradient de concentration. C'est la force motrice de la diffusion.
• b = B / Ν : mobilité molaire (mole^-1)
• μ_s est le potentiel chimique du soluté S : μ_s = μ⁰_s + R.T . Ln (C_s)
• B : mobilité mécanique (en mole ou m.sec^-1.Newton^-1)
• Ν : nombre d'Avogadro

Voir une démonstration des équations de Fick.

b. Equation de Ussing-Teorell

Elle permet de déterminer si le transport d'un soluté est passif (sans interaction avec d'autres substances) et ne met donc en jeu aucun type de transport actif.

c. Définitions préalables au transport de solutés chargés ou non

Plusieurs facteurs entraînent une distribution différente des ions ou des molécules de part et d'autre d'une membrane :

• la présence d'ions de part et d'autre
• la perméabilité selective de la membrane
• la résistance élevée de la membrane
• l'activité des canaux ioniques et des pompes ioniques

Les conséquences sont :

• La création d'un gradient de concentration des ions ou des molécules transportés.

• Une différence de potentiel électrique entre :
  1. la face de la membrane du côté du milieu intracellulaire (négatif)
  2. et la face de la membrane du côté du milieu extracellulaire (positif)
  3. cette différence constitue le potentiel de membrane qui varie de -50 mV à -200 mV selon le type de cellule (exemple : -65 mV pour les moto-neurones à l'état basal).
• La membrane plasmique, la membrane mitochondriale, la membrane nucléaire (-15 mV) ... ont un potentiel de membrane.

Ce potentiel de membrane influe sur le mouvement des molécules chargées : les molécules positives se dirigent vers le milieu intracellulaire (négatif) et inversement pour les molécules négatives.

En conséquence, le déplacement des molécules chargées au travers des membranes est donc régi par deux forces :

• Le potentiel chimique qui est l'énergie libre de Gibbs associée au gradient de concentration du soluté transporté.
• Le potentiel électrique qui résulte d'un déséquilibre de charges de part et d'autre de la membrane. Ce potentiel attire les charges positives vers le milieu intracellulaire et les charges négatives vers le milieu extracellulaire.

La combinaison de ces deux forces est appelée gradient électrochimique.

Une protéine de transport qui engendre un potentiel de membrane est une pompe électrogènique (exemple : pompe [Na⁺/K⁺]).

d. Expression de la force résultant d'une différence de potentiel chimique ou électrochimique transmembranaire

α. Si le soluté S n'est pas chargé, le potentiel chimique s'écrit : ΔG' = RT . Ln (C_s^{Intracellulaire} / C_s^{Extracellulaire})

β. Si le soluté S est chargé, il faut tenir compte aussi de la différence de potentiel électrique entre les deux faces de la membrane (la face de la membrane du côté du milieu intracellulaire est négative), proportionnelle au potentiel de membrane ΔΨ_M.

Le potentiel électrochimique s'écrit : ΔG' = [RT . Ln (C_s^{Intracellulaire} / C_s^{Extracellulaire})] + (z_s . F . ΔΨ_M)

• z_s = valence du soluté S transporté
• F = constante de Faraday
• potentiel de membrane : ΔΨ_M = (Ψ^{Intracellulaire} - Ψ^{Extracellulaire})
• composante électrique : ΔG'_électrique = - n . F . ΔΨ_M

Voir le formalisme de la force proton-motrice de l'ATP synthase générée par la chaîne respiratoire.

Remarque : l'ATP synthase synthétise l'ATP. Les pompes ATPases hydrolysent l'ATP.

e. Perméabilité d'une membrane et potentiel de Nernst

Le milieu extracellulaire E et le milieu intracellulaire I sont séparés par la membrane M de la cellule.

Le saut de concentration d'un soluté S entre la phase membranaire M et les phases aqueuses I et E, est caractérisé par un coefficient de partage : k_s= C^M_s / C_s

Si le flux du soluté S au travers de la membrane est constant, alors : J_s= - D_s . (∂C_s / ∂x) = [k_s. D_s / h] . (C^I_s - C^E_s)
D_s : coefficient de diffusion du soluté
h : épaisseur de la membrane

• On définit la perméabilité P_s (en m.s^-1) du soluté S : P_s = k_s . D_s / h
• Valeurs de perméabilité : environ 10^-6 m.s^-1 pour l'eau et 10^-14 m.s^-1 pour K⁺

A l'équilibre thermodynamique, en absence de flux ou de potentiel électrostatique, le passage d'un ion au travers de l'interface [milieu aqueux / membrane], nécessite de l'énergie.

• Soit l'énergie libre de Gibbs standard du transfert d'un soluté S du milieu intracellulaire I vers la phase membranaire M : ΔG⁰_s = μ⁰_s^M - μ⁰_s^I
• Le coefficient de partage k_s est défini par : k_s = exp (ΔG⁰_s / RT)

Pour un soluté chargé, il faut aussi tenir compte du potentiel électrique car le rapport des activités d'un soluté (a_s) de charge z_s entre les deux phases est : a_s^M / a_s^I = k_s . exp (-z_s . F . ΔΨ_M-I / RT)

• ΔΨ_M-I : potentiel interfacial [membrane - milieu intracellulaire]
• F : constante de Faraday = 96.485 C.mol^-1

En absence de différence de potentiel entre les phases, le rapport d'activité est déterminé par le coefficient de partage. Dans le cas des solutions idéales (solutions diluées), l'activité se réduit à la concentration : a_s^M / a_s^I = C_s^M / C_s^I

La différence de potentiel interfacial s'écrit alors : ΔΨ_M-I = Ψ^M - Ψ^I = - [RT / z_s . F] . ln (C_s^M / k_s.C_s^I)

Pour le passage entre le milieu intracellulaire I et le milieu extracellulaire E au travers d'une membrane M, l'application aux 2 interfaces I->M et M->E pemet d'obtenir le potentiel de Nernst :

ΔΨ_M = Ψ^I - Ψ^E = - [RT / z_s . F] . ln (C_s^{Intracellulaire} / C_s^{Extracellulaire})

Ce résultat n'est autre que celui obtenu pour ΔG' = 0 (force du potentiel électrochimique / voir le paragraphe "d." ci-dessus), c'est-à-dire pour un processus à l'équilibre.

f. Equations pour le calcul du potentiel de membrane

α. Potentiel d'équilibre pour un ion ou potentiel de Nernst pour un ion

• Le milieux extracellulaire et le milieux intracellulaire sont séparés par une membrane dite semi-perméable.
• Les deux milieux contiennent KCl et la concentration de KCl dans le milieu intracellulaire est plus élevée.

Si la membrane n'est perméable qu'à K⁺, cet ion diffuse du milieu intracellulaire (concentration plus élevée) vers le milieu extracellulaire (concentration plus faible). L'ion Cl^- ne peut pas diffuser.

• Dans un premier temps il y a un transfert net de charges positives (K⁺) du milieu intracellulaire vers le milieu extracellulaire : il s'ensuit un excès de charges positives (K⁺) dans le milieu extracellulaire et un excès de charges négatives (Cl^-) dans le milieu intracellulaire.

• Dès ce moment, le gradient électrique ainsi généré pousse à l'inverse les ions K⁺ du milieu extracellulaire vers le milieu intracellulaire.

Très rapidement, la différence de potentiel électrique déplace K⁺ vers le milieu intracellulaire à la même vitesse que la vitesse de déplacement de K⁺ vers le milieu extracellulaire en raison du potentiel chimique (le gradient de concentration de K⁺).

• Quand il n'y a plus de flux net de l'ion, il s'établit un équilibre thermodynamique.
• La différence de potentiel électrique à laquelle cet équilibre s'établit est appelée potentiel d'équilibre ou potentiel de Nernst (souvent noté E) pour l'ion considéré :

• E = potentiel d'équilibre ou potentiel de Nernst pour l'ion considéré, en volt
• z_s = charge de l'ion
• F = constante de Faraday

Remarque : cette expression est équivalente à celle décrite ci-dessus.

La valeur du potentiel d'équilibre d'un ion dépend donc du gradient de concentration de cet ion au travers de la membrane :

• Plus le gradient de concentration est fort, plus le potentiel d'équilibre est fort.
• A l'inverse, si les concentrations de cet ion des deux côtés de la membrane sont égales, la force du gradient de concentration est nulle et le potentiel d'équilibre est nul également.

β. Equation de David Goldman, Alan Hodgkin et Bernard Katz (1943 et 1949)

Cette équation est une généralisation de l'équation de Nernst dans le cas de plusieurs types d'ions.

Cette équation décrit le potentiel d'une membrane M (ou potentiel transmembranaire Ψ_M) qui sépare 2 solutions contenant, par exemple, NaCl et KCl.

• cette membrane est perméable aux 3 ions : Na⁺, K⁺, Cl^-
• approximations nécessaires : cette membrane est uniforme, plane et de dimension infinie dans le sens latéral
• on prend comme valeur zéro le potentiel du milieu extracellulaire
• l'équilibre des flux ioniques à l'état stationnaire se traduit par : J_Na+ + J_K+ - J_Cl- = 0

On obtient :

• Ψ_M = (Ψ_{Intracellulaire} - Ψ_{Extracellulaire}) = potentiel transmembranaire en volt
• P_ions = perméabilité de l'ion considéré en m.s^-1

Voir une démonstration de l'équation de Goldman-Hodgkin-Katz.

Voir un article qui retrace l'historique et détaille les équations de Goldman (1943) et de Hodgkin & Katz (1949).

γ. Equation de David Goldman

Cette équation décrit le potentiel de membrane quand il y a des différences de concentrations de divers ions de part et d'autre de la membrane.

• Dans la cellule, du fait des pompes ioniques (voir les ATPases), les concentrations en ions dans le milieu intracellulaire et dans le milieu extracellulaire ne sont pas égales.
• De plus, chaque ion est caractérisée par une pérméabilité (voir ci-dessus) pour un type de membrane donnée : K⁺ entre 10 à 100 fois plus vite que Cl^-.

Il s'ensuit un déséquilibre des charges entre les 2 faces de la membrane : ce potentiel ralentit à son tour le mouvement des ions.

Quand la différence nette des charges atteint un équilibre, un potentiel de diffusion est généré qui dépend de la perméabilité des différents ions. Le potentiel de membrane est alors calculé par l'équation de Goldman :

• E = potentiel de membrane en volt
• P_ions = perméabilité de l'ion considéré en m.s^-1
• [ions +]_{Extracellulaire} = concentration extra-cellulaire de l'ion considéré en mol.m^-3 (pour l'homogénéïté des unités des différentes grandeurs)
• [ions +]_{Intracellulaire} = concentration intra-cellulaire de l'ion considéré en mol.m^-3

Voir une démonstration de l'équation de Goldman.

Aller aux sites "Goldman-Hodgkin-Katz Equation" (applet java).

3. La diffusion simple ou diffusion libre (transport passif)

La diffusion simple est la diffusion d'un soluté au travers d'une membrane dans le sens fortes concentrations vers les faibles concentrations (gradient de concentration), jusqu'à atteindre un équilibre des concentrations des 2 côtés de la membrane.

Ce type de diffusion nécessite que le soluté soit soluble dans la bicouche de phospholipides constitutive de la membrane :

• Il doit être hydrophobe ou apolaire.
• S'il est hydrophile ou polaire, il doit être de petite taille.

Les caractéristiques de ce transport sont :

• pas de saturation ni de régulation
• la vitesse de diffusion dépend du gradient de concentration ou du gradient électrochimique si le soluté est un ion
• ce type de transport est lent par rapport à la diffusion facilitée

La concentration de H⁺ dans les fluides corporels est d'environ 40 10^-9 moles / L (<=> pH 7,4).

Par ailleurs, chez un être humain de 70 kg à l'état basal, le taux de production d'acide :

• résultant d'une alimentation et d'un métabolisme normaux est de 50 à 70 mmoles/jour
• lié à la respiration est d'environ 15.000 mmol/jour (avec un pic pouvant atteindre 200 mmoles/min lors d'un exercice maximum)

Le flux d'H⁺ au travers de l'organisme en 24 heures est 10⁸ fois plus élevé que la quantité totale d'H⁺ libre dans toute l'eau du corps (< 2 μmoles).

Cette homéostasie extraordinaire est assurée par :

• des tampons intracellulaires et extracellulaires
• une activité ventilatoire extrêmement efficace
• les fonctions métabolique du foie
• les mécanismes ammoniogèniques des reins (en particulier l'excrétion d'acide non volatile)
• les mécanismes de transport

4. Le transport facilité (transport passif)

a. Types de protéines du transport facilité

Le moteur de la diffusion facilitée est le gradient de concentration (comme la diffusion passive). Mais la diffusion facilitée s'opère via des protéines transmembranaires intrinsèques qui sont spécialisées dans le transport de solutés spécifiques.

α. Les canaux ioniques qui permettent la communication entre cellules.

Exemple : les jonctions gap (ou jonctions communicantes ou "gap junction").

• Elles constituent une connexion spécialisée entre une grande diversité de cellules animales.
• Elles établissent une connexion directe entre les cytoplasmes des cellules connectées, ce qui permet le passage de molécules (masse molaire environ 500 - 1100 Da), d'ions et d'impulsions électriques.

Figure ci-dessous : les niveaux multiples de la structure des canaux jonctions gap. Ils sont composés de protéines intrinsèques de taille moyenne : les connexines (vertébrés, PFAM PF00029) ou les innexines (invertébrés).

Source : Goodenough & Paul (2009)

Les connexines contiennent 4 domaines trans-membranaires. Elles sont synthétisées au niveau du réticulum endoplasmique rugueux puis insérées au réticulum endoplasmique au cours de leur traduction.

Les connexines s'assemblent à l'intérieur de la cellule sous forme d'hexamères, appelés connexons qui sont dirigés vers la surface de la cellule. Il s'y associent à d'autres connexons de cellules adjacentes : cela forme un canal axial (qui traverse les 2 membranes plasmiques) et un orifice extracellulaire étroit (le "gap").

Figure ci-dessous, à gauche : reconstruction 3D par cryo-microscopie électronique du co-assemblage (hauteur = 15 nm) des connexines dans des canaux de jonction ("lens gap junction channels") de la lentille de l'oeil composés de connexine 46 et de connexine 50 (Cx46/50). Les douze sous-unités sont colorées différemment. Les régions correspondant à la bicouche lipidique, au cytoplasme et à l'espace extracellulaire (EC) sont indiquées.

Source : Myers et al. (2018)

Figure ci-dessus, à droite : modèle du repliement de la section transversale du canal intercellulaire assemblé, avec les domaines TM1 à 4, EC1, EC2 et l'hélice N-terminale NTH. Les domaines extra-cellulaires EC1 et EC2 forment des sites d'amarrage qui constituent un pore / canal continu de 1,4 nm de diamètre reliant les cytoplasmes des cellules voisines.

• Voir la base de données "Orientation of Proteins in Membranes" (OPM) : "Gap junction-forming connexin"
• Voir la base de données "Transporter Classification database" : Innexin

β. Les canaux ioniques qui s'ouvrent en réponse à un stimulus chimique ou électrique précis ("Ligand-Gated Ion Channels").

• Ce type de canal ionique [ouvert/fermé] par un ligand sont des protéines qui existent dans au moins 2 conformations : l'une de ces conformations forme un pore transmembranaire.
• Le passage d'une conformation à une autre est régulé par la fixation d'un ligand spécifique : la fixation de ce ligand ouvre ou ferme ce canal.
• La vitesse de transport des ions par les canaux ioniques est d'environ 10⁷ - 10⁸ ions.sec^-1.

Exemples de canaux ioniques et de ligands activateurs

• Les récepteurs purinergiques trimériques activés par l'ATP. Exemple : le récepteur P2X - mouvement de Ca²⁺, de Na⁺ et de K⁺ au travers de la membrane plasmique.
• Les récepteurs tétramèriques activés par le glutamate. Exemple : le récepteur NMDA (N-méthyl-D-aspartate) - mouvement de Ca²⁺, de Na⁺ et de K⁺ au travers de la membrane post-synaptique.
• Le récepteur nicotinique de l'acétylcholine de type "Cys-loop".
• Les récepteurs 5-HT₃ de la sérotonine (5-hydroxytryptamine ou 5-HT) de type "Cys-loop" : l'entrée de Ca²⁺ et de Na⁺ induit une dépolarisation du neurone postsynaptique ce qui déclenche un potentiel d'action. Remarque : les autres récepteurs 5-HT_1,2,4,5,6 de la sérotonine sont des récepteurs couplés à des protéines G.
• Indirectement : le canal Na⁺/Ca²⁺ activé par le GMP cyclique via un récepteur (rhodopsine) couplé à une protéine G (transducine).
• Indirectement : le canal Na⁺/K⁺ activé par l'AMP cyclique via un récepteur couplé à la protéine G_Olf.

Illustration de l'activation d'un canal ionique

Modèles expliquant une manière qu'ont les plantes de percevoir la teneur en sel et d'activer certains canaux calciques.

Modèle a. Lorsque les ions Na⁺ sont détectés à l'extérieur d'une cellule végétale, un canal calcique est activé et des ions Ca²⁺ pénètrent dans la cellule.

• Une classe de lipides membranaires (chargés négativement) appelés glycosyl inositol phosphorylcéramides (GIPC) se lie directement aux ions Na⁺ externes.
• Une interaction s'établirait alors directement entre le GIPC lié au sodium et le canal calcique ce qui induirait l'activation de ce canal.
• L'afflux subséquent de Ca²⁺ entraînerait une réponse adaptative à des niveaux de sel élevés dans lesquels la protéine SOS3 de liaison au Ca²⁺ activerait la protéine SOS2 qui, à son tour, activerait la protéine SOS1 pour extraire Na⁺ de la cellule (SOS : "Salt Overly Sensitive").

Source : Steinhorst & Kudla (2019)

• Les GIPC représentent une classe majeure de lipides chez les champignons, les protozoaires et les plantes, mais pas chez les animaux. Ils représentent environ 25% des lipides totaux de la membrane plasmique.
• Les GIPC ont de très longues chaînes acyle saturées et seraient situés dans le feuillet externe de la membrane plasmique et enrichis en micro-domaines lipidiques (radeaux lipidiques).

Source : Jiang et al. (2019)

Modèle b

• La fixation de Na⁺ aux GIPC entraînerait la formation d'un microdomaine correspondant à une région de composition lipidique distincte dans la membrane plasmique.
• Ce microdomaine modifierait la dynamique des protéines de signalisation (telles que les NADPH oxydases ou les GTPases) de ce microdomaine, ce qui affecterait la signalisation par Ca²⁺.
• La fixation de Na⁺ au GIPC pourrait modifier l'assemblage et l'activité des protéines dans ce microdomaine en activant indirectement le canal calcique.

Source : Steinhorst & Kudla (2019)

γ. Les pores sélectifs comme les porines ou les aquaporines.

On les trouve dans la membrane externe des bactéries (Gram - et certaines Gram +), de la mitochondrie et du chloroplaste.

• Leur structure est un tonneau β ("β-barrel") constitué de feuilets β anti-parallèles. Les acides aminés polaires et non polaires alternent au sein des feuillets : les acides aminés polaires sont orientés vers l'intérieur hydrophile du pore et les acides aminés non polaires interagissent avec les lipides membranaires.
• Du fait de la taille du pore, divers types de molécules (sucres, ions et acides aminés - solutés de masse molaire inférieure à 5 à 7 KDa) diffusent de manière passive.
• Chaque type de porine transporte sélectivement un groupe de molécules ou une molécule unique.

Voir un cours sur les porines et les aquaporines.

δ. Les protéines de transport ("carrier") ou perméases

Voir chapitre suivant : "b. Caractéristiques du transport facilité".

b. Caractéristiques du transport facilité

Le transport facilité augmente considérablement la vitesse de transport d'un soluté par rapport à la diffusion simple (figure ci-dessous).

Remarque : certains solutés transportés par transport facilité sont aussi transportés, à un flux beaucoup plus faible, par diffusion simple. La droite en rouge (diffusion simple) est donc parallèle à la fin de la courbe en bleu (transport facilité).

Il y a une spécificité de reconnaissance entre la protéine de transport facilité et le soluté transporté (comme les enzymes vis-à-vis de leur substrat), d'où une saturation quasi-hyperbolique (courbe en bleu - figure ci-dessus).

On peut déterminer une constante de dissociation K_D du soluté transporté :

La structure du site de fixation du substrat de GLUT5 (transporteur spécifique du fructose) est très proche de celles de GLUT1 (transporteur spécifique du glucose) de l'homme et de XylE de Escherichia coli.

• La comparaison de la structure des transporteurs GLUT5 et GLUT1 a mis en évidence qu'une mutation ponctuelle suffit pour changer la spécificité de substrat de GLUT5 du fructose en glucose.
• La plupart des acides aminés qui tapissent la cavité centrale et qui sont conservés entre GLUT5 et GLUT1 de l'homme incluent Ile169, Ile173, Gln166, Gln287, Gln288, Asn324 et Trp419.
• Dans la structure de GLUT5, Trp419 est le seul résidu Trp placé dans le site de fixation du substrat et il est essentiel pour le transport.
• La constante de dissociation de GLUT5 pour le D-fructose est de 6 à 9 mM.

Le transport facilité peut être inhibé (inhibition compétitive ou non compétitive / inactivation).

Exemple : la perméase GLUT2 transporte le glucose, le fructose et le galactose. Le galactose étant un analogue structural du glucose, certains sites du transporteur sont occupés par le galactose (inhibition compétitive).

c. Formalisme thermodynamique du transport facilité

La force motrice de la diffusion passive d'un soluté S de charge z_s au travers d'une membrane est la différence de potentiel électrochimique de ce soluté entre les 2 côtés de la membrane.

Potentiel électrochimique d'un soluté S de charge z_s : μ_s = μ_⁰s + (RT log a_s) + (z_s . F . Ψ)

• μ_^s  = potentiel électrochimique du soluté S (en volt)
• μ_⁰s  = potentiel électrochimique de référence ou standard du soluté S (en volt)
• a_s = activité du soluté S
• Ψ = potentiel électrique (en volt)

Considérons le transport facilité d'un soluté S de charge z_s, médié par un transporteur P, d'un milieu de potentiel électrique Ψ₁ vers un milieu de potentiel électrique Ψ₂.

On fait les approximations suivantes :

• L'activité du soluté S (a_s) est égale à sa concentration [S] (solution aqueuse diluée).
• Les potentiels électrochimiques standards de ce soluté sont identiques dans les 2 milieux (c'est-à-dire des 2 côtés de la membrane).

L'expression de la force motrice de la diffusion passive devient : Δμ_s^{ElectroChimique} = μ₂^s - μ₁^s = RT (log [S₂] - log [S₁]) + [z_s . F . (Ψ₂ - Ψ₁)]

Remarque : dans le cas du transport de plusieurs solutés, l'expression est la même en sommant les différences de potentiels électrochimiques pour obtenir la force nette globale.

• Quand la différence de potentiel électrochimique est nulle, le système est à l'équilibre entre les 2 côtés de la membrane.
• Le rapport des concentrations ([S₁] et [S₂]) du soluté est alors déterminée par la différence de potentiel électrique : [S₂]^equil / [S₁]^equil = exp [- z_s . F . (Ψ₂ - Ψ₁) / RT]

d. Traitement cinétique de la diffusion facilitée

• Schéma cinétique de la diffusion facilitée via une protéine de transport : la conformation de la protéine libre n'est pas la même d'un côté et de l'autre de la membrane.

• Schéma cinétique de la diffusion facilitée via un pore : il n'y pas de changement de conformation.

Cas d'une protéine de transport : le point important est qu'il existe 2 états conformationnels disctincts de la protéine de transport (P₁ et P₂).

• d[P₁]/dt = k₄.[P₂] - k_-4.[P₁] - k₁.[P₁].[S₁] + k_-1.[PS₁]

• d[PS₁]/dt = k₁.[P₁].[S₁] - k_-1.[PS₁] - k₂.[PS₁] + k_-2.[PS₂]

• d[PS₂]/dt = k₂.[PS₁] - k_-2.[PS₂] - k₃.[PS₂] + k_-3.[P₂].[S₂]

• [P₂] = [P_total] - [P₁] - [PS₁] - [PS₂]

La distribution des 2 différents états conformationnels de la protéine de transport à l'état stationnaire est :

• [P₁] = [P_total] . {k₃k₄ . (k₂ + k_-1) + k_-2k_-1 . (k₄ + k_-3) . [S₂]} / Den

• [PS₁] = [P_total] . {k₁k₄ . (k₃ + k_-2) . [S₁] + k_-3k_-2 . (k_-4 + k₁ . [S₁]) . [S₂]} / Den

• [PS₂] = [P_total] . {k₁k₂ . (k₄ + k_-3 . [S₂]) . [S₁] + k_-4k_-3 . (k_-1 + k₂) . [S₂]} / Den

• [P₂] = [P_total] . {k_-4k_-1 . (k_-2 + k₃) + k₂k₃ . (k_-4 + k₁ . [S₁]} / Den

• Den = [k₃k₄ . (k₂ + k_-1)] + [k_-2k_-1 . (k₄ + k_-4)] + [k_-4k₃ . (k_-1 + k₂)] + [k₁k₄ . (k₃ + k_-2)] + [k₁k₂ . (k₄ + k₃)] + [k_-3k_-2 . (k_-1 + k_-4)] + [k_-4k_-3 . (k_-1 + k₂) . [S₂]] + [k_-3k₁ . (k_-2 + k₂) . [S₁] . [S₂]]

Quand la protéine de transport atteint cette distribution plus rapidement que les changements des concentrations [S₁] et [S₂], la vitesse nette de translocation du soluté au travers de la membrane est décrite par le flux net du soluté via la protéine de transport :

J_net = k₂.[PS₁] - k_-2.[PS₂] = [P_total] . {k₁k₂k₃k₄.[S₁] - k_-1k_-2k_-3k_-4.[S₂]} / Den

A l'équilibre, les vitesses dse réactions aller et retour de chaque étape du cycle sont égales et le flux net du soluté via la protéine de transport est = 0. Dès lors :

[S₂]^equil / [S₁]^equil = (k₁k₂k₃k₄) / (k_-1k_-2k_-3k_-4)

Approximation de l'équilibre rapide de fixation

Si on fait 2 hypothèses :

• La fixation du soluté à la protéine de transport est plus rapide que les changements conformationnels de la protéine de transport.
• Les constantes d'équilibre de dissociation K_S du complexe [soluté/protéine de transport] sont les mêmes des 2 côtés de la membrane (c'est-à-dire pour les 2 conformations de la protéine de transport). Cette hypothèse n'est pas valable si les conditions physico-chimiques (pH, force ionique, ...) sont très différentes entre les 2 compartiments.

On a alors les relations :

• (k_-4.[P₁] - k₄.[P₂]) + (k₂.[PS₁] - k_-2.[PS₂]) = 0

• [P_total] = [P₁] + [P₂] + [PS₁] + [PS₂]

• K_S = k_-1 / k₁ = [P₁] . [S₁] / [PS₁]

• K_S = k₃ / k_-3 = [P₂] . [S₂] / [PS₂]

Remarque : si les conditions physico-chimiques entre les 2 compartiments sont très différentes, il faut remplacer le terme ([S₁] / K_S) par ([S₁] / K_S1) et le terme ([S₂] / K_S) par ([S₂] / K_S2).

L'expression de la distribution des 2 états conformationnels ([PS₁] et [PS₂]) de la protéine de transport à l'état stationnaire peut-être simplifiée :

• [PS₁] = ([P_total] / Den) . [k_-2 . [S₂]/K_S + k₄] . ([S₁] / K_S)

• [PS₂] = ([P_total] / Den) . [k₂ . [S₁]/K_S + k_-4] . ([S₂] / K_S)

Le flux net du soluté via la protéine de transport s'exprime : J_net = k₂.[PS₁] - k_-2.[PS₂] = ([P_total] / Den) . [(k₂k₄.[S₁]/K_S) - (k_-2k_-4.[S₂]/K_S)]

Où : Den = {(1 + [S₁]/K_S) . (k_-2.[S₂]/K_S + k₄)} + {(1 + [S₂]/K_S) . (k₂.[S₁]/K_S + k_-4)}

Dès lors : [S₂]^equil / [S₁]^equil = (k₂k₄) / (k_-2k_-4)

e. Exemple du transport facilité du glucose par les perméases GLUT

Les perméases du glucose de la famille GLUT ("GLUcose Transporter") assurent le transport facilité de divers oses, notamment celui du glucose. Les transporteurs GLUT existent à la surface de toutes les cellules.

Les transporteurs GLUT fonctionnent dans les 2 sens (entrée et sortie du glucose) en fonction du gradient de concentration :

• Si le taux de glucose sanguin est élevé, les transporteurs GLUT des cellules hépatiques le font entrer dans la cellule.
• Pendant une période de jeûne, si le taux de glucose sanguin chute, les cellules hépatiques convertissent leur stock de glycogène en glucose.
• Quand la concentration intracellulaire du glucose dépasse la concentration du glucose dans le plasma, il est alors transporté à l'extérieur de la cellule par les transporteurs GLUT.

Certaines cellules où a lieu la diffusion facilitée peuvent maintenir un état éloigné de l'équilibre en maintenant la concentration d'une molécule à une concentration très faible.

C'est le cas du glucose qui entre dans la cellule car il est immédiatement phosphorylé en glucose 6-phosphate (hexokinase ou glukokinase).

Il existe de nombreuses isoformes qui constituent une famille de 14 transporteurs d'hexoses chez l'homme (GLUT1 à GLUT12, GLUT14, et HMIT) subdivisée en 3 classes.

Transport insulino-dépendant du glucose par GLUT4

Dans une cellule non stimulée ou quand la concentration en insuline est faible, le transporteur insulino-dépendant du glucose GLUT4 ("GLUcose Transporter 4") est localisé dans des vésicules de stockage des cellules hépatiques et musculaires.

Quand le niveau de glucose circulant est élevé, l'insuline est libérée par les ilots de Langerhans :

• La synthèse du transporteur GLUT4 est augmentée.
• GLUT4 est transloqué des compartiments endosomiques vers la membrane plasmique.
• Les vésicules de stockage fusionnent avec la membrane plasmique.
• L'absorption du glucose dans le muscle et dans le tissu adipeux augmente.

Structure de GLUT4

La structure de GLUT4 de l'homme est prédite par le logiciel d'apprentissage profond (intelligence artificielle) AlphaFold - EBI.

La chaîne polypeptidique de GLUT4 contient 509 acides aminés qui forment 12 hélices α transmembranaires :

• Le domaine N-terminal contient les hélices transmembranaires I à VI.
• Le domaine C-terminal contient les hélices VII à XII.

Ces 2 domaines forment un pseudo-axe de symmétrie autour d'un tunnel central polaire qui laisse entrer/sortir le glucose. Ce tunnel de nature amphipathique semble formé par les hélices 1, 2, 4, 5, 7, 8, 10 et 11.

Les séquences cytoplasmiques des extrémités N-terminale et C-terminale sont particulières et expliquent en grande partie l'aptitude au traffic transmembranaire de ce transporteur.

Source : Huang & Czech (2007)

• La séquence N-terminale contient un résidu phénylalanine (F) critique.
• La séquence C-terminale contient deux leucines concomitantes (LL) et des motifs acides.

Ces motifs dirigent probablement les aspects cinétiques de l'endocytose et de l'exocytose dans un systéme continu de traffic de recyclage.

Les deux leucines et les motifs acides de l'extrémité C-terminale sont trouvés également dans une aminopeptidase ("Insulin-Regulated AminoPeptidase" - IRAP) qui, de manière semblable dans les adipocytes, est séquestrée dans des membranes intracellulaires enrichies en GLUT4 et sujette à l'action de l'insuline.

Régulation de l'activation de GLUT4 et rôle inhibiteur de l'ATP

Pour être fonctionnel, GLUT4 doit être activé au niveau de la membrane plasmique. Cette activation est régulée :

• Par des interactions protéine-protéine. Par exemple, la fixation de l'hexokinase II sur GLUT4 inhibe l'activation. Cette inhibition semble levée par la fixation de la glycéraldéhyde 3-phosphate déshydrogénase (G3PDH) sur l'extrémité cytoplasmique de GLUT4.
• Par des petites molécules (génistéine, myricétine).

La fixation de l'ATP sur GLUT1 (transporteur du glucose des érythrocytes) supprime son activité de transport. Diverses expériences et un modèle structural obtenu par simulation (figure ci-dessous) tendent à montrer un rôle semblable de l'ATP pour GLUT4.

Source : Mohan et al. (2010)

Quand l'ATP est fixé, l'interface entre les 2 domaines de GLUT4 adopte une conformation plus compacte en raison de réarrangements de nombreuses liaisons hydrogène et de ponts salins inter-domaines.

La poche de fixation de l'ATP est formée par la boucle qui relie les hélices transmembranaires VIII et IX. Cette poche confine le motif de fixation de l'ATP (GRRTLHL) : elle est entourée par l'extrémité cytoplasmique des hélices transmembranaires V, X et XII.

• La poche de fixation est entourée par les acides aminés R169, R349, R350, R416, R467, E345 et H353 dont certains semblent impliqués dans la fonction de transport du glucose.
• Les acides aminés E345, E409 et R416 sont très conservés dans les séquences de transporteurs de glucose car ils jouent un rôle dans le changement de conformation du transporteur.

Mécanismes de la régulation de la transcription de GLUT4 par la CaMKII

Source : Ojuka et al. (2012)
HDAC : histone désacétylases - MEF2 : "Myocyte Enhancer Factor 2"
HAT : histone acétyl-transferases - GEF : "GLUT4 Enhancer Factor"

Etape A : la contraction des muscles pendant un exercice physique augmente la concentration cytosolique de Ca²⁺.

Etape B : Ca²⁺ se fixe à la calmoduline et l'active.

Etape C : le complexe [Ca²⁺/calmoduline] se fixe sur le domaine "calmoduline-like" de la CaMKII et l'active.

Etape D : la CaMKII phosphoryle les HDAC de la classe II au sein des complexes [MEF2/HDAC] fixés sur le promoteur du gène Glut4, ce qui induit la dissociation des complexes et l'export du noyau des HDAC (étape E).

Etape F : le facteur de transcription MEF2 forme alors des complexes avec des "HAT-like" comme p300. Les HAT acétylent les histones aux voisinage du domaine de MEF2 qui se fixe sur le gène Glut4. Cela augmente l'accessibilité des facteurs de transcription et des ARN polymérases, ce qui augmente le taux de synthèse de GLUT4 (étape G).

Etape H : L'activation de l'AMPK (protéine kinase activée par l'AMP) est un autre signal important qui médie l'augmentation de la transcription du gène GLUT4 induite par l'exercice physique.

f. Les protéines de transport facilité de la superfamille MFS

Chez les procaryotes, 25% des protéines de transport qui assurent la diffusion facilitée appartiennent à une superfamille : "Major Facilitator Superfamily" ou MFS.

• Les protéines de transport de la superfamille MFS sont ubiquitaires et trouvées dans les 3 règnes des organismes vivants.
• Voir la liste des transporteurs des sucres (Uniprot).
• La plupart des protéines de transport de la superfamille MFS contiennent entre 400 et 600 acides aminés et possèdent 12, 14 ou 24 hélices α transmembranaires.
• Les transporteurs GLUT sont des "Major Facilitator Superfamily (MFS)-type passive transporters".
• Les protéines de transport de la superfamille MFS sont spécifiques du transport des sucres, des polyols, des neurotransmetteurs, des métabolites du cycle de Krebs, des intermédiaires phosphorylés de la glycolyse, des acides aminés et des peptides, des osmolites, des siderophores, des nucléosides, des anions organiques et inorganiques ...
• Les protéines de transport de la superfamille MFS catalysent des transports de type :
  1. uniport
  2. symport [soluté/H⁺] ou symport [soluté/Na⁺]
  3. antiport [soluté/H⁺] ou antiport [soluté/soluté]

Illustration de XylE

XylE est un symport de la superfamille MFS ([D-xylose/H⁺]) de Escherichia coli, homologue de GLUT1, GLUT2, GLUT3 et GLUT4.

Figure ci-dessous : structure de XylE fixé au D-xylose (au centre de la figure). Les hélices extracellulaires et intracellulaires sont colorées en bleu foncé (en haut) et en orange (en bas), respectivement.

Source : Sun et al. (2012) - PDB : 4GBY

Le repliement de XylE est typique de la superfamille MFS :

• 12 hélices transmembranaires organisées en 2 domaines distincts (domaines N et C) avec les extrémités N- et C-terminales localisées du côté intracellulaire.
• Contrairement aux autres transporteurs de type MFS dont la structure est connue, XylE contient un domaine intracellulaire avec 4 hélices : 3 hélices qui connectent les domaines N- et C-terminaux et 1 hélice à l'extrémité C-terminale.
• Les hélices transmembranaires 7 et 10 sont discontinues ce qui doit faciliter les changements conformationnels qui ont lieu lors du transport du substrat.

Le D-xylose est piègé au centre du domaine transmembranaire : ce domaine est complètement occlu du côté intracellulaire mais il est accessible au solvant du côté extracellulaire via un canal trop étroit pour permettre la fuite du D-xylose.

• Les groupements hydroxyle du D-xylose sont reconnus spécifiquement (via 8 liaisons hydrogène) par des acides aminés polaires dont : Gln168 (hélice transmembranaire 5 - HT5), Gln288, Gln289, Asn294 (HT7), Trp 392 (HT10) et Gln 415 (HT11).
• Hormis Gln415, tous ces acides aminés sont invariants chez GLUT1, GLUT2 , GLUT3 et GLUT4.

g. Mécanisme de couplage allostérique entre la liaison du soluté et le déclenchement fermeture - ouverture des accès au soluté

Le protozoaire Plasmodium falciparum est le parasite responsable du paludisme qui est la cause de plus de 400.000 décès chaque année. L'évolution constante de Plasmodium falciparum lui permet de résister aux thérapies. De nouvelles voies doivent donc être explorées en permanence afin de développer des médicaments capables de lutter contre cet organisme.

Le transporteur 1 d'hexose de Plasmodium falciparum (PfHT1) fixe les oses des globules rouges de l'hôte infecté pour survivre dans ces cellules : cette protéine est donc une cible pharmacologique.

PfHT1 (504 acides aminés, 12 hélices α transmembranaires prédites) : classification TCDB : 2.A.1.1.24 - Pfam PF00083.

Contrairement à de nombreuses protéines de transport des oses qui sont spécifiques d'un ose, PfHT1 transporte plusieurs types d'oses de manière tout aussi efficace (K_M^glucose = 1 mM). La structure de PfHT1 lui permet de coupler la fixation des oses dans leur site de liaison au processus par lequel ils sont véhiculés au travers de la protéine. Ce couplage accroît sa capacité à transporter efficacement une large gamme d'oses.

• Dans le mécanisme d'accès alterné de la majorité des transporteurs, le site de liaison où est fixé le soluté transporté passe d'un côté à l'autre de la membrane dans laquelle est enchâssée le transporteur.
• Dans le cas de PfHT1, la liaison du soluté transporté est couplée au mécanisme de déclenchement : la transition ouverture - fermeture des accès aux 2 faces de la membrane est beaucoup plus rapide que pour les autres types de transporteurs d'oses.
• Voir Qureshi et al. (2020).

Les mêmes résidus d'acides aminés de PfHT1 sont nécessaires pour fixer le D-glucose et le D-fructose. Par ailleurs, le remplacement des résidus dans et autour du site de liaison des oses de PfHT1 par des résidus d'acides aminés que l'on trouve dans les transporteurs GLUT n'a conféré aucune sélectivité de type GLUT aux protéines PfHT1 ainsi modifiées.

La faible sélectivité d'oses de PfHT1 ne résulte donc pas seulement de la nature des résidus d'acides aminés de son site de liaison.

Source : Althoff & Abramson (2020)

Depuis que les premières structures de transporteurs de la superfamille MFS ont été décrites, on sait que des faisceaux d'hélices α se "balancent" autour du site central de liaison du soluté transporté. Il en résulte 3 conformations alternées qui génèrent une voie de passage au travers de la protéine :

• (i) Une conformation ouverte vers l'extérieur qui permet au soluté d'entrer dans le transporteur depuis l'extérieur de la cellule.
• (ii) Une conformation totalement occluse.
• (iii) Une conformation ouverte vers l'intérieur qui permet au soluté de pénétrer dans le cytoplasme.

Dans le cas de PfHT1, tous les résidus de liaison des oses conservent leur orientation tout au long du cycle de translocation : les changements entre les 3 conformations ne résultent pas de réarrangements structuraux du site de liaison des oses.

Mécanisme de PfHT1

• Il met en jeu des interactions (notamment des liaisons hydrogène) entre résidus d'acides aminés hydrophiles (Asn 48 - Ser 317 et Asn 318 - Ser 317) dans 2 hélices α transmembranaires (TM1 et TM7b) dans la conformation totalement occluse (dans les transporteurs GLUT de l'homme, les résidus d'acides aminés équivalents sont plus gros et plus hydrophobes).
• Ces résidus d'acides aminés d'accès (en particulier Lys 51) sont à une grande distance (environ 15 Å) du site de liaison des oses.
• En présence ou en absence de D-glucose, l'hélice TM7b de GLUT3 de l'homme est très mobile et suffisamment éloignée de l'hélice TM1 pour libérer l'ose. En revanche, dans PfHT1, TM7b est principalement dans la conformation occluse et un peu plus mobile en absence de D-glucose.
• La liaison d'un ose est donc couplée à des changements conformationnels à distance associés à la fermeture du transporteur. Ce mécanisme de couplage allostérique était jusqu'alors inconnu.

En conclusion, contrairement à ses homologues chez l'homme, l'aptitude de PfHT1 à transporter de nombreux oses résulte de sa dynamique de déclenchement contrôlée par les solutés transportés, ce qui lui permet d'adopter la conformation occluse plus facilement et plus rapidement.

Voir un cours sur l'allostérie.

PfHT1 est inhibée par des petites molécules anti-paludiques (C3361 et MMV009085) qui se fixent dans une poche hydrophobe dans PfHT1. Cette propriété pourrait faciliter la conception de nouveaux médicaments antipaludiques.

5. Le transport actif primaire ou direct

a. Généralités

Symport : transport de deux (ou plus) solutés dans le même sens via un gradient électrochimique.

S_{extracellulaire} + H⁺_{extracellulaire} ou Na⁺_{extracellulaire} <=>  S_{intracellulaire} + H⁺_{intracellulaire} ou Na⁺_{intracellulaire}

La vitesse de transport par les uniports (transport d'un seul soluté dans un seul sens) ou les symports est d'environ 10² - 10⁴ molécules.sec^-1.

Antiport : un soluté est transporté dans le sens de son gradient de concentration, l'autre soluté est transporté dans le sens opposé à son gradient de concentration.

La protéine qui assure ce type de transport existe dans deux conformations (P et P*) en interconversion :

S¹_{extracellulaire} + P <=> S¹_{intracellulaire} + P*

P* + S²_{intracellulaire} <=> S²_{extracellulaire} + P

Exemples de protéines membranaires effectuant un transport actif primaire :

• pompe à calcium ou ATPase - Ca²⁺ (uniport)
• pompe à protons ou ATPase - H⁺ (uniport)
• pompe sodium - potassium ou ATPase - [Na⁺/K⁺] (antiport : 3 Na⁺ expulsés vers le milieu extracellulaire et 2 K⁺ importés dans le milieu intracellulaire)
• pompe [protons - potassium] ou ATPase - [H⁺/K⁺] (antiport)
• ATP/ADP : antiport qui échange ATP4^- contre ADP3^-=> électrogènique / le potentiel de membrane (mitochondrie) est en faveur de l'export de l'ATP
• α-cétoglutarate : antiport qui échange l'α-cétoglutarate (2^-) contre le malate (2^-) ou le succinate (2^-) => électriquement neutre
• antiports d'acides aminés : [agmatine / arginine] - [cadaverine / lysine] - [putrescine / ornithine]

Exemples de transport actif par les protéines de transport de la superfamille MFS :

• symport LacY : lactose/H⁺
• symport NarK 1 : NO₃^-/H⁺
• antiport TetL : Me²⁺ · tétracycline/H⁺
• antiport NarK 2 : NO₃^-/NO₂^-
• antiport GlpT : glycérol-3-P/P
• voir les protéines de transport de la superfamille MFS ("Major Facilitator Superfamily")

Une nouvelle classe d'enzyme : les translocases - E.C. 7

Aucune des 6 classes d'enzymes ne décrivait correctement le groupe d'enzymes qui ont pour fonction le mouvement des ions ou des molécules au travers des membranes. Certaines de ces enzymes hydrolysant l'ATP étaient jusqu'alors classées en tant que ATPases (E.C. 3.6.3.-).

• Ces enzymes appartiennent désormais à une nouvelle classe : les translocases - E.C. 7 (créée en août 2018 par la commission internationale).
• Les réactions catalysées sont désignées comme "transferts du côté 1 vers le côté 2" (les désignations antérieures "in" et "out" ou "cis" et "trans" étaient ambiguës).

Les sous-classes d'enzymes suivantes désignent les types d'ions ou de molécules transportés :
EC 7.1 : translocation d'hydrons (hydron = nom général de H⁺ dans son abondance naturelle)
EC 7.2 : translocation de cations inorganiques et de leurs chélates
EC 7.3 : translocation des anions inorganiques
EC 7.4 : translocation des acides aminés et des peptides
EC 7.5 : translocation des glucides et de leurs dérivés
EC 7.6 : translocation d'autres composés

Voir la nomenclature de l'IUMB ("International Union of Biochemistry and Molecular Biology").

b. Principe du transport actif primaire

Le transport actif primaire utilise de l'énergie (souvent issue de l'hydrolyse de l'ATP) pour transporter un soluté contre son gradient de concentration.

c. Description du cycle de la pompe à sodium - potassium ou ATPase - [Na⁺/K⁺]

1. Cet antiport est initialement dans un état E₁ à haute affinité pour l'ion Na⁺. Il fixe 3 ions Na⁺ dans le cytosol : formation du complexe E₁-3Na⁺. Les résidus aspartate sont phosphorylés. On aboutit au complexe E₁-ATP-3Na⁺.

2. L'hydrolyse de l'ATP génère un complexe à haute énergie E₁-P-3Na⁺.

• La structure de ce complexe se relâche par un changement de conformation : le site de fixation du Na⁺ est exposé au milieu extracellulaire.
• Il s'ensuit le relarguage de 3 ions Na⁺ dans le milieu extracellulaire et la formation d'un complexe E₂-P qui a une haute affinité pour l'ion K⁺.

Source : "Membrane III"

3. La pompe fixe alors 2 ions K⁺ du milieu extra-cellulaire et forme le complexe E₂-P-2K⁺.

4. L'hydrolyse du groupement phosphate génère un complexe à haute énergie E₂-2K⁺.

5. L'énergie de ce complexe lui permet de changer de conformation : le site de fixation de K⁺ est alors orienté vers le cytosol. Il s'ensuit le relarguage de 2 ions K⁺.

La forme E₁ de la pompe est régénérée et le processus peut recommencer.

6. Les pompes - transport actif primaire

La vitesse de transport des ions par les pompes est d'environ 10² - 10³ ions.sec^-1.

a. Les différents types de pompes

α. Les pompes ioniques ou ATPases ionophores : l'énergie qu'elles libèrent en hydrolysant l'ATP est utilisée pour le transport d'ions. Il en existe différents types.

ATPases de type "P"

• ce sont des transporteurs de cations avec formation d'un intermédiaire phosphorylé à haut potentiel énergétique. Ce sont soit des monomères d'environ 100 kDa ou des oligomères.
• Elles transportent le calcium, les protons ou échangent le sodium et le potassium à travers la membrane plasmique des Eucaryotes.
  • pompe à calcium ou ATPase - Ca²⁺ (uniport)
  • pompe sodium - potassium ou ATPase - [Na⁺/K⁺] (antiport)
  • pompe protons - potassium ou ATPase - [H⁺/K⁺] (antiport)

ATPases de type "F" (ou F_oF₁-ATPase) : on les trouve dans la membrane plasmique des bactéries, la membrane interne de la mitochondrie, la membrane des thylacoïdes des chloroplastes.

Source : Armen et al. (2007)

ATPases de type "V" (ou vacuolaires)

• Ce sont pompes à protons que l'on trouve dans les membranes des vacuoles, des lysosomes, de l'appareil de Golgi, des endosomes, ...
• Il n'y a pas de phosphorylation intermédiaire de l'enzyme.
• Elles sont constituées de 2 types de chaînes polypeptidiques (A : 78 - 89 kDa et B : 60 - 65 kda) selon une organisation qui ressemble à celle des ATPases de type "F".

Autres types d'ATPases

• de type "M" : transporteur de drogues
• de type "H" : activité ATPase des protéines de choc thermique
• de type "C" : impliquées dans les phénomènes de contraction (myosine)

La superfamille des transporteurs ABC ("ATP Binding Cassette transporters")

• Ce sont des ATPases membranaires dont le module ABC (environ 200 acides aminés) fixe et hydrolyse l'ATP.
• PFAM : PF0005
• Ce sont des transporteurs qui existent des Procaryotes à l'homme. Ils assurent le transport des acides aminés, des peptides, des sucres, des ions, ...
• Voir la localisation et l'orientation dans la membrane de ce type de transporteurs.

β. Les pompes phosphotransférases (Escherichia coli) : c'est un mécanisme par translocation d'un groupe phosphoryle dont la source d'énergie est le phosphoénolpyruvate.

γ. Les pompes photosensibles

• Bactério-rhodopsine (pompe à H⁺) et halo-rhodopsine (pompe à Cl^-) des bactéries halophiles : couplage direct d'énergie lumineuse avec un transport actif de protons.
• Voir le mécanisme dans le cas de la vision : photon / rhodopsine / transducine / canal ionique.

b. Mécanisme d'activation des pompes ATPases - Ca²⁺ par la calmoduline

Les ions calcium sont des messagers secondaires de nombreuses voies de transduction du signal. Les cellules investissent beaucoup d'énergie dans le contrôle et le maintien d'un gradient entre la concentration intracellulaire (≈ 0.1 μM) et extracellulaire (≈ 2 mM) de calcium.

La famille des pompes à calcium activées par la calmoduline, à laquelle appartiennent les Ca²⁺-ATPases de la membrane plasmique ("Plasma-Membrane Ca2+-ATPase"), sont des régulateurs clé de la concentration intracellulaire de calcium chez les Eucaryotes.

Contrairement aux autres ATPases de type P, les Ca²⁺-ATPases contiennent un domaine N-terminal (chez les plantes) ou C-terminal (chez les mammifères) responsable de l'auto-inhibition. Le domaine N-terminal auto-inhibiteur contient plusieurs acides aminés basiques conservés capitaux pour l'auto-inhibition : Arg58, Arg61, Lys67 et Lys68.

Source : Tidow et al. (2012) - Structure de la Ca²⁺-ATPase de Arabidopsis thaliana

A : domaine activateur; N : domaine de fixation du nucléotide; P : domaine de phosphorylation; En vert : domaine auto-inhibiteur (acides aminés 40 à 95) qui forme une longue hélice α

Figure ci-dessous : Mécanisme proposé pour l'activation de la Ca²⁺-ATPase de Arabidopsis thaliana par la CaM.

Source : Tidow et al. (2012)

La fixation de deux molécules de CaM complexée au calcium déplace l'hélice auto-inhibitrice du coeur catalytique, ce qui active la Ca²⁺-ATPase.

1er temps

• Quand la concentration en calcium augmente, le complexe Ca²⁺-CaM se fixe d'abord au premier site de fixation à haute affinité (CaMBS1 - "CaM Binding Site 1").
• Cette fixation déplace ce site dans la région entre les domaines A et N et permet les mouvements des domaines cytoplasmiques nécessaires au pompage des ions quand la concentration du calcium est basale.

2ème temps

• Un accroissement supplémentaire de la concentration en calcium déplace le second site CaMBS2 du coeur catalytique : la pompe est alors pleinement activée.
• Ce mécanisme en 2 temps explique la régulation médiée par la calmoduline sur une telle gamme de concentration de calcium (4 ordres de grandeur).
• L'analyse des séquences indiquent que l'existence de 2 sites de fixation de la CaM n'est pas propre à Arabidopsis thaliana mais est trouvé chez de nombreuses plantes.

Figure ci-dessous : Structure du complexe [Ca²⁺-ATPase/CaM₂] à une résolution de 1.95 Å. Les 2 sites de fixation de la CaM sont séparés par 8 acides aminés.

Source : Tidow et al. (2012)

• Figure de gauche : forme auto-inhibée de la Ca²⁺-ATPase de la membrane plasmique ("Plasma-Membrane Ca2+-ATPase").
• Figure de droite : fixation de deux molécules de calmoduline (complexée au calcium) sur les sites de fixation à haute affinité (en vert clair et en bleu clair). Cette fixation déplace l'hélice auto-inhibitrice du coeur catalytique, ce qui active la pompe à ion.

c. L'ATP synthase F_oF₁

Attention : il ne faut pas la confondre avec les F_oF₁-ATPases car elle fonctionne à l'envers des pompes ioniques.

• En effet, le complexe V de la chaîne respiratoire, appelé ATP synthase F₀F₁, utilise le gradient de concentration de protons comme source d'énergie pour synthétiser l'ATP.
• Le sigle "F" désigne un facteur de couplage, selon la nomenclature des enzymes : en effet, l'ATP synthase couple la phosphorylation de l'ADP en ATP à l'oxydation de substrats par la mitochondrie.

Les ATP synthases sont des protéines oligomériques de masse molaire supérieure à 450 kDa et de structure très complexe : les types différents de chaînes polypeptidiques qui les composent sont au nombre de 8 chez E. coli, 8 ou 9 dans le chloroplaste, 10 ou plus dans la mitochondrie et au moins 13 pour celle du coeur de boeuf.

Source : Dimroth et al. (2006)

• F₁ est l'élément qui catalyse la synthèse de l'ATP.
• le composant F₁ de l'ATP synthase de E. coli a une stoechiométrie α₃β₃γδε (chaque lettre indiquant un type différent de sous-unité)
• le composant F₁ de l'ATP synthase de E. coli déborde dans le cytosol et celui de la mitochondrie déborde dans la matrice
• F₀ constitue un "tunnel" à protons sur toute l'épaisseur de la membrane interne de la mitochondrie. Il a été baptisé ainsi du fait de sa sensibilité à l'oligomycine, antibiotique qui en se fixant à F₀ empêche la synthèse d'ATP
• le composant F₀ de l'ATP synthase de E. coli a une stoechiométrie a₁b₂c_10-15
• la structure et la composition oligomérique du composant F₀ de la mitochondrie est plus complexe que celui de E. coli

7. Transport actif secondaire

La superfamille des facilitateurs majeurs ("Major Facilitator Superfamily" - MFS) est la plus grande famille de protéines de transport secondaire transmembranaire.

• On estime que le génome humain contient environ 800 gènes codant ce type de protéines.
• On distingue :
  • Les uniports (ou facilitateurs) : S_{extracellulaire} <=> S_{intracellulaire}
  • Les symports (ou co-transporteurs) : S_{extracellulaire} + [H⁺ ou Na⁺]_{extracellulaire} <=> S_{intracellulaire} + [H⁺ ou Na⁺]_{intracellulaire}
  • Les antiports (ou échangeurs) : S1_{extracellulaire} + S2_{intracellulaire} <=> S1_{intracellulaire} + S2_{extracellulaire} (S1 = H⁺ ou un soluté)
• Voir le clan MFS (CL0015) dans la base de données Pfam.
• Voir la superfamille TC 2.A.1 dans la base de données TCDB.

a. Principe

• Le transport actif primaire utilise de l'énergie pour transporter un soluté contre son gradient de concentration.
• Mais ce gradient devient à son tour une source d'énergie : en effet, si le même soluté est transporté cette fois dans le sens de son gradient de concentration, l'énergie libérée peut-être utilisée pour transporter un autre soluté.
• De très nombreux transporteurs MFS utilise la force proton-motrice.

Ce transport actif est donc appelé secondaire parce que sa source d'énergie (le gradient électrochimique) doit être préalablement générée par un transport primaire.

Voir la description thermodynamique des processus de transport, des aspects cinétiques et de la distribution des différentes conformation des transporteurs : Zhang et al. (2015) => voir les appendices.

Exemple du transport du glucose

• Il s'agit du transport actif via les symports [Na⁺ / glucose] ("Sodium Glucose Co-Transporter") - SGLT1 et SGLT2.
• Ces symports utilisent le gradient transmembranaire de Na⁺généré par la pompe ATPase - [Na⁺/K⁺].

b. Description du cycle de la lactose perméase de Escherichia coli

• La lactose perméase (codée par le gène LacY) est un transporteur de la superfamille MFS qui co-transporte les ions H⁺ et le [lactose ou le melibiose ou le lactulose] dans la cellule. Il ne transporte pas le sucrose ou le fructose. La specificité de substrat est liée à la partie galactopyranoside.
• C'est un symport [H⁺ - lactose]. Il accumule des oses (β-galactosides) dans le cytosol via un transport actif secondaire.
• Il utilise un gradient d'ions H⁺ généré par des processus métaboliques qui accroissent la concentration en ions H⁺ dans le milieu extracellulaire.

Ce transporteur existe sous 2 formes :

• La forme E₁ a un site de fixation du lactose à faible affinité orienté vers le milieu intracellulaire.
• La forme E₂ a un site de fixation du lactose à haute affinité orienté vers le milieu extracellulaire.

Source : "Membrane III"

La forme E₁ n'est convertie en forme E₂ que quand les sites de fixation du H⁺ et du lactose sont soit libres, soit occupés.

1. La forme E₂ fixe le lactose. Quand la concentration extracellulaire du H⁺ augmente, la conformation du transporteur change : le site de fixation du lactose est alors orienté vers le milieu intracellulaire et devient un site à faible affinité (forme E₁). Le lactose est alors relargué.

2. Les processus métaboliques diminuent la concentration du H⁺ : la forme E₁, qui jusque là était ligandée au H⁺, relargue ce H⁺. Les 2 sites de fixation étant libres, l'enzyme re-bascule dans la forme E₂.

Le mécanisme peut de nouveau avoir lieu ce qui accroît la concentration intracellulaire du lactose.

Visualisation de la lactose perméase de Escherichia coli complexée à un thiodigalactoside, à une résolution de 3,6 Å

Code PDB : 1PV7

Seule la chaîne A est représentée.

La structure peut prendre quelques secondes avant d'apparaître.

8. Les transports au travers des membranes mitochondriales

Les canaux ioniques "Voltage-dependent anion-selective channel proteins" (VDAC) sont des porines de la membrane externe de la mitochondrie qui constituent la voie principale pour l'échange d'un grand nombre de métabolites. Il existe 3 isoformes de VDAC chez l'homme.

Leur structure est en forme de tonneau β :

• Exemple : VDAC-1 est composé de 19 brins β ce qui représente une nouvelle classe de protéine membranaire.
• Le tonneau β a un diamètre interne de environ 2,5 nm qui permettrait le transport de métabolites (exemples : acides gras, pyruvate, acides aminés, nucléotides, ions ...).
• Le changement de conformation de ces canaux anioniques dépend du potentiel de membrane : ils sont ouverts pour un potentiel nul et fermés pour un potentiel de 30 - 40 mV.

L'hexokinase, la glucokinase et la glycérol kinase (enzymes cytosoliques ATP-dépendantes) et la créatine kinase (enzyme mitochondriale) sont fixées à VDAC.

De plus VDAC est un important régulateur du transport du Ca²⁺. En effet, Ca²⁺ est un co-facteur de la pyruvate déshydrogénase et de l'isocitrate déshydrogénase : la production énergétique et l'homéostasie énergétique sont donc toutes deux tributaires de la perméabilité de VDAC au Ca²⁺.

Source : Brenner et al. (2011)

VDAC est associée à :

• L'adénine nucléotide translocase (ANT) :
  1. ANT est une protéine constituée de 6 hélices α transmembranaires sous forme de dimère.
  2. ANT échange l'ADP et l'ATP via un transport actif. C'est un antiport : l'ADP est transporté du cytoplasme vers la matrice mitochondriale et l'ATP en sens inverse.
  3. C'est le potentiel de membrane (gradient de protons) qui est la force motrice.
• la cyclophiline D (CypD - peptidyl-prolyl cis-trans isomérase) située dans la matrice mitochondriale.

L'ensemble VDAC, ANT et CypD forme ce que l'on appelle le "Permeability Transition Pore complex".

Les autres principaux transports sont :

Source : Lehninger Principles of Biochemistry - 5th edition (2008) - WH Freeman

• Le phosphate inorganique est transporté par le symport [H⁺/H₂PO₄^-].
• Le pyruvate est transporté dans la mitochondrie par le symport [H⁺/pyruvate] translocase. C'est le potentiel de membrane (gradient de protons) qui est la force motrice.

Le transport des acides gras au travers de la membrane interne de la mitochondrie est facilité par leur liaison à la carnitine. L'acide gras à transporter se fixe au coenzyme-A qui est remplacé par la carnitine pour former l'acyl-carnitine (figure ci-dessous). Cette réaction est catalysée par la carnitine O-palmitoyltransférase 1.

La carnitine est ensuite reconnue par un transporteur : la carnitine/acyl-carnitine translocase situé dans la membrane interne.

Source : Wikipédia

Ce transporteur ("mitochondrial carnitine/acylcarnitine carrier protein") échange le complexe [acide gras-carnitine] pour une carnitine libre issue de l'intérieur de la mitochondrie.

La carnitine est séparée de l'acide gras dans la matrice par la carnitine palmitoyltransférase 2 (E.C. 2.3.1.21). L'acide gras se fixe au coenzyme-A pour former un palmitoyl-CoA qui subit la β-oxydation dans la matrice.

9. Détection du toucher et de la chaleur

A. Patapoutian et D. Julius ont reçu le prix Nobel de médecine en 2021 "for their discoveries of receptors for temperature and touch".

La capacité à détecter les forces physiques est le propre de tous les organismes : les cellules convertissent les stimuli mécaniques en signaux électriques ou chimiques via des canaux ioniques activés mécaniquement.

L'identification de familles de canaux ioniques mécanosensibles a permis de grandes avancées dans le domaine de la mécanotransduction : plusieurs rôles mécanosensoriels tels que le toucher, la détection de la pression artérielle et l'ouïe sont maintenant liés aux mécanotransducteurs primaires.

La figure ci-dessous présentent des homologues de canaux ioniques mécanosensibles chez les bactéries, les plantes et les animaux. La perméabilité principale aux ions et le flux prédominant d'ions sont indiqués.

Source : Hamant & Haswell (2017)

MSL : "MscS-like"; MCA : "Mid1-Complementing Activity"; TPK : "Two Pore Potassium"; OSCA : "Reduced hyperosmolality-induced [Ca2+] increase"; canaux Piezo.

a. Modèles de mécanismes pour différentes familles de canaux ioniques mécanosensibles

Source : Kefauver et al. (2020)

Code couleurs : hélices amphipathiques (violet); hélices transmembranaires (TM) (bleu); lipides liés (rouge); structures en forme de faisceau (or); attaches (émeraude); ions (orange); lipides membranaires (gris).

Modèle a

• À gauche : les lipides interagissent avec une hélice amphipathique et l'entraînent vers l'extérieur lors de l'allongement de la membrane.
• À droite : exemple de MscL (PDB : 2OAR) qui possède une hélice amphipathique (S1 en violet) sur le feuillet interne qui s'incline vers l'hélice qui tapisse le pore (TM1 en bleu) lorsqu'elle est tirée vers l'extérieur sous l'effet d'une tension.

Modèle b

• À gauche : des lipides situés dans des poches hydrophobes à l'état fermé en sortent lors de la tension exercée sur la membrane ce qui induit un changement de conformation.
• A droite : exemple des canaux de la famille K2P ("Two-pore domain potassium channels"). Ces canaux sont occupés par les queues acyles de lipides (rouge) dans la conformation inactive; dans la conformation active, la cavité est fermée et il n'y a pas de lipides.

Modèle c

• À gauche : la courbure du canal à l'intérieur de la membrane stocke l'énergie.
• À droite : exemple des canaux PIEZO qui se dilatent et s'aplatissent. La formation du pore résulte d'interactions entre le domaine du faisceau, le domaine d'ancrage et le domaine C-terminal (en jaune).

Modèle d

• Les canaux OSCA sont des dimères symétriques médiés par des interactions entre les sous-unités cytosoliques. Ils ont une similitude structurale avec les protéines de la famille TMEM16 des mammifères.
• Les canaux OSCA sont caractérisés par : (i) un pore occupé par des lipides; (ii) une cavité entre les sous-unité (en rouge), une hélice amphipathique (en violet) liée au feuillet interne et un domaine en forme de faisceau (en jaune) connecté à des hélices qui recouvrent le pore.

Modèle e

• À gauche : la force est transmise au canal via une attache à la matrice extracellulaire, au cytosquelette ou aux deux. Par exemple, NOMPC (figure du milieu) est attaché aux microtubules via son domaine répété ankyrine (en mauve).
• À droite : exemple du complexe du canal MET ("MechanoElectrical Transduction") attaché au stéréocil (extension du cytoplasme) voisin via la proto-cadhérine 15 (PCDH15).

b. Détection du toucher

A. Patapoutian et ses collaborateurs ont démontré que le canal ionique Piezo2 ("Piezo-type mechanosensitive ion channel component 2") est essentiel pour le sens du toucher et dans la détection de la position et du mouvement du corps - propriété appelée proprioception.

• Les protéines membranaires Piezo1 et Piezo2 sont des canaux ioniques mécanosensibles qui régulent des processus physiologiques tels que la détection du toucher et de la douleur tactile, la pression artérielle, la respiration et le contrôle de la vessie.
• Ils répondent aux stimuli mécaniques en ouvrant un canal qui permet aux ions externes de traverser la membrane cellulaire vers le cytoplasme.

Source : The Nobel Prize in Physiology or Medicine 2021

La structure de Piezo2 de la souris a été déterminée par cryomicroscopie électronique :

• C'est un trimère (2822 acides aminés) constituées de 114 hélices transmembranaires (38 hélices par protomère).
• Cette protéine adopte une structure globale ressemblant à "3 pales d'hélices".
• Les hélices transmembranaires 1 à 36 sont repliées en 9 unités en tandem (4 hélices transmembranaires chacune) pour former les lames non planes.
• Les 3 lames sont collectivement incurvées en un nano-dôme de 28 nm de diamètre et de 10 nm de profondeur avec :
  • une structure extracellulaire en forme de capuchon intégrée au centre.
  • un faisceau intracellulaire de 9 nm de long se connectant au pore central.

Source : A : Wang et al. (2019) - B : Jan & Jan (2018)

c. Détection de la chaleur

D. Julius et ses collaborateurs ont utilisé la capsaïcine (8-méthyl-N-vanillyl-6-nonénamide) de piment. C'est un capsaïcinoïde analgésique non narcotique (métabolite secondaire).

• La capsaïcine a permis d'identifier TRPV1 ("Transient Receptor Potential cation channel subfamily V member 1"), un canal ionique activé par la douleur induite par la chaleur : en effet, c'est un inhibiteur des canaux sodiques voltage-dépendants et un agoniste de TRPV1.
• Ces découvertes ont permis d'expliquer comment différentes températures peuvent induire des signaux électriques dans le système nerveux.

Source : The Nobel Prize in Physiology or Medicine 2021

Par des approches indépendantes, D. Julius et A. Patapoutian ont utilisé le menthol pour identifier le récepteur TRPM8 ("Transient Receptor Potential cation channel subfamily M member 8") qui est activé par le froid, le menthol, l'eucalyptol et l'iciline.

d. La superfamille des canaux cationiques TRP

La superfamille des canaux cationiques TRP ("Transient Receptor Potential") représente une diversité de mécanismes d'activation et de sélectivités plus importante que tout autre famille de canaux ioniques.

Cette superfamille est divisée en 7 sous-familles :

• 5 sous-familles du groupe 1 : TRPC (canonique), TRPV (vanilloïde), TRPM (melastatine), TRPN (Nomp-C); TRPA (domaine répété ankyrine).
• 2 sous-familles du groupe 2 : TRPP (polycystine) ou Polycystin-1 et Polycystin-2; TRPML (mucolipine) ou Mucolipin-1.

Les canaux TRP sont des tétramères. Les sous-unités possèdent 6 domaines transmembranaires qui forment des pores sélectifs pour les cations, qui, dans plusieurs cas, présentent une perméabilité élevée au calcium.

Le transport catalysé est : Ca²⁺_{extracellulaire} <=>Ca²⁺_{intracellulaire}

• Interpro : IPR002153
• Transporter Classification database : 1.A.4 "The Transient Receptor Potential Ca2+ Channel (TRP-CC) Family"